制备造血内皮细胞的方法及制备造血干细胞或造血干祖细胞的方法与流程

1.本文涉及细胞技术领域，具体涉及制备造血内皮细胞的方法及制备造血干细胞或造血干祖细胞的方法。


背景技术：

2.造血干细胞(hematopoietic stem cells，hsc)是一类具有自我更新和分化潜能的成体干细胞，其可以分化为所有的血细胞和血小板。造血干细胞可以通过细胞移植来治疗相关的血液疾病，包括白血病和淋巴瘤等；同时其可以在体外分化为各类血细胞和血小板，用于临床治疗和研究。目前造血干细胞主要从机体中分离获取，但由于其含量极少，且体外无法长期培养等缺点严重制约了造血干细胞的临床研究和应用。多能干细胞(pluripotent stem cells，psc)是一类具有自我更新和分化潜能的细胞，包括胚胎干细胞(embryonic stem cells，esc)、诱导多能干细胞(induced pluripotent stem cells，ipsc)及扩展多能干细胞(extended pluripotent stem cells，epsc)和全能干细胞(totipotent stem cells，tpsc)等；其可以诱导分化为造血干细胞，为造血干细胞的移植和临床应用提供了新的选择和途径。然而，目前的诱导分化方法仅能获得分化潜能受限且无法长期自我更新的造血祖细胞(hematopoietic progenitor cells，hpc)，而无法获得具有长期造血功能的造血干细胞(long-term hsc)，且目前的分化方法存在很多的缺陷，主要包括诱导效率低下、分化周期长、分化流程复杂及分化培养基中含有动物源成分等，这些缺陷严重地限制了造血干细胞的临床研究和应用。


技术实现要素：

3.在一方面，本文提供了制备造血内皮细胞的方法，包括：1) 提供造血中胚层细胞或包括造血中胚层细胞的细胞培养物；2) 将所述造血中胚层细胞或包括造血中胚层细胞的细胞培养物置于造血内皮特化培养基中培养；以及3) 让所述造血中胚层细胞表达转录因子lcor、hoxa9、hoxa5、runx1和erg。
4.在一些实施方案中，步骤3)为让所述造血中胚层细胞过表达转录因子lcor、hoxa9、hoxa5、runx1和erg。
5.在一些实施方案中，步骤3)进行4天。
6.在一些实施方案中，步骤3)在步骤2)培养的第1-4天或第4-7天进行。
7.在一些实施方案中，所述造血内皮特化培养基含有vegf、bfgf、scf、il-3、tpo、flt-3l和bmp4。
8.在一些实施方案中，所述造血内皮特化培养基为补加有vegf、bfgf、scf、il-3、tpo、flt-3l和bmp4的stemdiff
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apel
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2培养基。
9.在一些实施方案中，所述造血中胚层细胞包括外源引入的转录因子lcor、hoxa9、
hoxa5、runx1和erg的编码核酸序列。
10.在一些实施方案中，所述编码核酸序列可操作地与诱导型启动子连接。
11.在一些实施方案中，所述诱导型启动子为四环素诱导型启动子；优选地，所述造血中胚层细胞还包括外源引入的rtta编码核酸序列。
12.在一些实施方案中，所述编码核酸序列整合在所述造血中胚层细胞的基因组中。
13.在一些实施方案中，步骤3)通过向所述造血内皮特化培养基中添加四环素(tetracycline)或强力霉素(doxycycline)来诱导所述造血中胚层细胞表达转录因子lcor、hoxa9、hoxa5、runx1和erg。
14.在一些实施方案中，所述造血中胚层细胞或包括造血中胚层细胞的细胞培养物为通过让中胚层细胞或包括中胚层细胞细胞培养物在造血中胚层特化培养基中培养而获得。
15.在一些实施方案中，让所述中胚层细胞或所述包括中胚层细胞细胞培养物在所述造血中胚层特化培养基中培养2天而获得所述造血中胚层细胞或包括造血中胚层细胞的细胞培养物。
16.在一些实施方案中，所述造血中胚层特化培养基含有vegf和bfgf。
17.在一些实施方案中，所述造血中胚层特化培养基为补加有vegf和bfgf的stemdiff
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apel
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2培养基。
18.在一些实施方案中，所述中胚层细胞或包括中胚层细胞的细胞培养物为通过对多能干细胞(psc)进行中胚层诱导而获得；优选地，所述多能干细胞为诱导多能干细胞(ipsc)；更优选地，所述多能干细胞为人诱导多能干细胞(hipsc)。
19.在一些实施方案中，所述多能干细胞包括外源引入的转录因子lcor、hoxa9、hoxa5、runx1和erg的编码核酸序列；优选地，所述引入通过慢病毒载体进行。
20.在一些实施方案中，所述造血内皮细胞为cd34

、kdr

和cd144

。
21.在一些实施方案中，所述造血中胚层细胞为kdr

和pdgfrα-。
22.在一些实施方案中，所述中胚层细胞为braychury

。
23.另一方面，本文提供了制备造血干细胞或造血干祖细胞的方法，包括：1) 提供造血中胚层细胞或包括造血中胚层细胞的细胞培养物；2) 将所述造血中胚层细胞或包括造血中胚层细胞的细胞培养物置于造血内皮特化及内皮-造血转换培养基中培养；以及3) 让所述造血中胚层细胞表达转录因子lcor、hoxa9、hoxa5、runx1和erg。
24.在一些实施方案中，步骤3)为让所述造血中胚层细胞过表达转录因子lcor、hoxa9、hoxa5、runx1和erg。
25.在一些实施方案中，在步骤2)进行3天后进行步骤3)。
26.在一些实施方案中，步骤3)进行至少7天。
27.在一些实施方案中，步骤3)在步骤2)培养的第4-10天进行。
28.在一些实施方案中，所述造血内皮特化及内皮-造血转换培养基含有vegf、bfgf、scf、il-3、tpo、flt-3l和bmp4。
29.在一些实施方案中，所述造血内皮特化及内皮-造血转换培养基为补加有vegf、bfgf、scf、il-3、tpo、flt-3l和bmp4的stemdiff
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apel
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2培养基。
30.在一些实施方案中，所述造血中胚层细胞包括外源引入的转录因子lcor、hoxa9、
ng/ml bfgf、50 ng/ml scf、10 ng/ml il-3、30 ng/ml tpo、10 ng/ml flt-3l 、10 ng/ml bmp4和5
ꢀµ
g/ml doxycycline(dox)，其中dox诱导lcor、hoxa9、hoxa5、runx1和erg过表达。此后，每两天更换一次新鲜含dox的造血内皮特化及内皮-造血转换培养基，直至day12。
48.图2 tet-on四环素诱导表达系统的诱导表达验证及药筛剂量的确定。(a) 293t细胞转染plenti-ef1α-rtta-ires-puror和teto-fuw-egfp-ef1α-neor质粒后添加dox诱导egfp表达的荧光图片。control代表未添加doxycycline；dox代表添加5g/ml doxycycline。(b) 流式分析293t细胞转染plenti-ef1α-rtta-ires-puror和teto-fuw-egfp-ef1α-neor质粒后添加dox产生egfp

细胞的效率。control代表未添加doxycycline；dox代表添加5 g/ml doxycycline。(c) hips-001-5细胞转染plenti-ef1α-rtta-ires-puror和teto-fuw-egfp-ef1α-neor质粒后添加dox诱导egfp表达的荧光图片。control代表未添加doxycycline；dox代表添加5 g/ml doxycycline。(d) 流式分析hips-001-5细胞转染plenti-ef1α-rtta-ires-puror和teto-fuw-egfp-ef1α-neor质粒后添加dox产生egfp

细胞的效率。control代表未添加doxycycline；dox代表添加5 g/ml doxycycline。(e) 利用hips-001-5细胞测试不同浓度g418 (100-600 g/ml)药杀效果的明场图。control代表未添加g418。(f) 利用hips-001-5细胞测试不同浓度blasticidin (2.5~40 g/ml)药杀效果的明场图。control代表未添加blasticidin。(g) 利用hips-001-5细胞测试不同浓度 puromycin (0.25~4 g/ml)药杀效果的明场图。control代表未添加puromycin。
49.图3 过表达lhhre促进长期再生造血干细胞的生成。(a) qrt-pcr分析dox处理hips-001-5-lhhre细胞系3天后lcor、hoxa9、hoax5、runx1和erg基因转录水平诱导表达的情况。-代表不添加dox； 代表添加dox；dox代表5 g/ml doxycycline。(b) 分化的第9天通过流式分析d3-6和d6-9添加5 g/ml doxycycline诱导cd34

kdr

cd144

造血内皮细胞的分化效率。control代表对照组，不添加dox；d3-6代表分化第3~6天添加5 g/ml doxycycline；d6-9代表分化第6~9天添加5 g/ml doxycycline。(c) 分化的第12天流式分析不同时间窗口添加5 g/ml doxycycline诱导cd34

cd45

造血细胞的分化效率。control代表对照组，不添加dox；d3-12代表分化第3~12天添加5 g/ml doxycycline；d6-12代表分化第6~12天添加5 g/ml doxycycline；d9-12代表分化第9~12天添加5g/ml doxycycline。(d) 分化的第12天流式分析添加5 g/ml doxycycline诱导cd34

cd90

epcr

itga3

长期再生造血干细胞的分化效率。control代表对照组，不添加doxycycline；dox代表分化第6~12天添加5 g/ml doxycycline。(e) 分化的第12天流式分析添加5 g/ml doxycycline诱导cd34

cd45ra-cd90

epcr

造血干细胞的分化效率。control代表对照组，不添加doxycycline；dox代表分化第6~12天添加5 g/ml doxycycline。
50.图4不同放大倍数下人多能干细胞(hips-001-5-lhhre)传代前细胞形态图(day-1)。普通光学显微镜观察，人多能干细胞(hips-001-5-lhhre)细胞传代前细胞汇合度约70%~80%；细胞克隆边缘光滑，未见明显分化的细胞，细胞排列紧密、立体感较好。
51.图5不同放大倍数下人多能干细胞(hips-001-5-lhhre)诱导分化前细胞形态图(day0)。普通光学显微镜观察，人多能干细胞(hips-001-5-lhhre)细胞诱导分化前细胞形成较小的克隆。
52.图6不同放大倍数下人多能干细胞(hips-001-5-lhhre)诱导分化为中胚层细胞形态图(day1)。普通光学显微镜观察，人多能干细胞(hips-001-5-lhhre)细胞诱导分化中胚层细胞，经过中胚层诱导后细胞克隆边缘明显收缩。
53.图7人多能干细胞(hips-001-5-lhhre)诱导分化中胚层标志物流式检测结果(day1)。通过细胞流式分析，人多能干细胞(hips-001-5-lhhre)细胞诱导分化中胚层细胞标志物t(braychury)的表达情况。具体检测方法详见实验方法部分的细胞流式检测。注意：中胚层诱导后细胞克隆应发生边缘收缩的变化，流式检测中胚层标志物t (braychury)诱导效率应达到90%以上。
54.图8不同放大倍数下人多能干细胞(hips-001-5-lhhre)诱导分化造血中胚层细胞形态图(day3)。普通光学显微镜观察，人多能干细胞(hips-001-5-lhhre)细胞诱导分化为造血中胚层细胞，诱导后细胞快速增殖，细胞呈间质样细胞形态，细胞为多边形，排列相对疏松。
55.图9 人多能干细胞(hips-001-5-lhhre)诱导分化造血中胚层标志物流式检测结果(day3)。通过细胞流式分析，人多能干细胞(hips-001-5-lhhre)细胞诱导分化的造血中胚层细胞标志物kdr和pdgfrα表达情况。具体检测方法详见实验方法部分的细胞流式检测。注意：造血中胚层诱导阶段，细胞将会出现快速扩散增殖的现象。相较于紧实的克隆，细胞变得相对疏松。流式检测造血中胚层kdr

pdgfrα-细胞比例应该在70%以上。细胞传代接种密度控制在1
×
104个/cm2~4
×
104个/cm2。
56.图10 不同放大倍数下人多能干细胞(hips-001-5-lhhre)诱导分化造血内皮细胞形态图(day4)。普通光学显微镜观察，人多能干细胞(hips-001-5-lhhre)细胞诱导分化为造血内皮细胞，细胞经过再传代后，细胞密度较低，细胞尚为间质样细胞形态，呈多边形。
57.图11不同放大倍数下人多能干细胞(hips-001-5-lhhre)诱导分化造血内皮细胞形态图(day6)。普通光学显微镜观察，人多能干细胞(hips-001-5-lhhre)细胞诱导分化为造血内皮细胞，细胞快速增殖，生成较多的造血内皮细胞，细胞排列紧密，呈短梭形，具有明显的核仁。
58.图12 不同放大倍数下人多能干细胞(hips-001-5-lhhre)诱导分化造血内皮细胞标志物流式检测结果(day6)。通过细胞流式分析，人多能干细胞(hips-001-5-lhhre)细胞诱导分化造血内皮细胞标志物cd34、kdr和cd144表达情况。具体检测方法详见实验方法部分的细胞流式检测。注意：造血内皮阶段，细胞由间质样细胞逐渐变为造血内皮样细胞，细胞呈短梭形，细胞排列紧密，具有明显的细胞核仁。流式检测造血内皮细胞标志物cd34、kdr和cd144，cd34

kdr

细胞比例应不低于20%，且cd34

kdr

细胞中cd144

细胞比例应不低于30%。
59.图13不同放大倍数下人多能干细胞(hips-001-5-lhhre)诱导分化造血干祖细胞形态图(day9)。普通光学显微镜观察，人多能干细胞(hips-001-5-lhhre)细胞诱导分化为造血干祖细胞，造血内皮细胞迁移聚形成造血中心，开始出现少量非贴壁、圆形的造血干祖细胞。
60.图14 不同放大倍数下人多能干细胞(hips-001-5-lhhre)诱导分化造血内皮细胞标志物流式检测结果(day9)。通过细胞流式分析，人多能干细胞(hips-001-5-lhhre)细胞诱导分化造血内皮细胞标志物cd34、kdr和cd144表达情况。
61.图15 不同放大倍数下人多能干细胞(hips-001-5-lhhre)诱导分化造血干细胞形态图(day12)。人多能干细胞(hips-001-5-lhhre)细胞诱导分化造血干细胞，形成大量非贴壁、圆形的造血干祖细胞。
62.图16 人多能干细胞(hips-001-5-lhhre)诱导分化造血干细胞标志物流式检测结果(day12)。通过细胞流式分析，人多能干细胞(hips-001-5-lhhre)细胞诱导分化长期再生造血干细胞胞标志物cd34、cd90、epcr和itga3表达情况。具体检测方法详见实验方法部分的细胞流式检测。注意：检测时可以使用移液枪反复冲洗细胞，保证绝大多数非贴壁的圆形细胞被收集。
63.图17 集落形成单元实验(cfu，colony-forming unit assays)验证造血干细胞体外分化潜能。(a) 诱导分化获得的造血干细胞置于甲基纤维素培养基培养14天后形成红细胞红细胞(bfu-e和cfu-e)、粒细胞(cfu-g)、巨噬细胞(cfu-m)、粒细胞/巨噬细胞(cfu-gm)、多谱系祖细胞(cfu-gemm)集落单元的明场图。(b) 诱导分化获得的造血干细胞置于甲基纤维素培养基培养14天后形成不同类型集落单元的数量统计图。001-5代表hips-001-5分化获得的造血干细胞；lhhre代表hips-001-5-lhhre经dox诱导后获得的造血干细胞。
具体实施方式
64.除非另有说明，本文使用的所有技术和科学术语具有本领域普通技术人员所通常理解的含义。
65.术语“或”是指列举的可选择要素中的单个要素，除非上下文明确地另外指出。
66.术语“和/或”是指所列举的可选择要素中的任意一个、任意两个、任意三个、任意更多个或其全部。
[0067]“包括”或“包含”指包括所述的要素、整数或步骤，但是不排除任意其他要素、整数或步骤。当使用“包括”或“包含”时，除非另有指明，否则也涵盖由所述及的要素、整数或步骤组成的情形。
[0068]
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干细胞”指未分化或未充分分化的细胞，其一方面能够自我复制(self-renewing)，即产生更多的与其自身相同的细胞，另一方面是能够分化为两种或更多种成熟细胞类型。根据干细胞的来源，可以将干细胞分为胚胎干细胞(embryonic stem cell，es细胞)和成体干细胞(adult stem cell)。胚胎干细胞可来自早期动物胚胎，例如胚泡(即早期胚胎)的内细胞团，具有分化为身体每种细胞类型的能力(全能性)。成体干细胞存在于成体的各种器官和组织中，具有分化并替换其所在组织的细胞的能力(多能性)。造血干细胞(hsc)就属于成体干细胞，存在于骨髓中，具有分化为各种血液细胞的能力。造血干细胞(hsc)能够产生髓系和淋巴系祖细胞二者，进而产生髓系细胞(如单核细胞、巨噬细胞、嗜中性粒细胞、嗜碱性粒细胞、树突状细胞、红细胞、血小板等)和淋巴系细胞(如t细胞、b细胞、nk细胞等)。干细胞的自我复制和分化为多种或特定细胞类型的能力使得其成为细胞替代疗法的核心。
[0069]“诱导多能干细胞(ipsc)”指通过人工诱导某些基因的表达从某些成体细胞(如成
纤维细胞)获得的具有全能性或多能性的干细胞。在本领域已知的一些方法中，可通过将某些干细胞相关基因转染到非多能细胞如成体成纤维细胞来获得ipsc。转染可以通过使用病毒如逆转录病毒或慢病毒的病毒转导来实现。在一些方法中，转染基因可包括转录因子oct4、sox2、klf4和c-myc，尽管同时转染其他基因有可能提高诱导效率。在另一些方法中，可利用慢病毒系统采用oct4、sox2、nanog和lin28基因转化体细胞。在ipsc中诱导表达的基因包括但不限于oct-3/4；sox基因家族的某些成员(例如soxl、sox2、sox3和sox15)；klf家族的某些成员(例如klfl、klf2、klf4和klf5)、myc家族的某些成员(例如c-myc、l-myc和n-myc)、nanog、lin28、tert、fbx15、eras、ecat15-1、ecat15-2、tcl1、β-catenin、ecat1、esg1、dnmt3l、ecat8、gdf3、fth117、sal14、rex1、utf1、stella、stat3、grb2、prdm14、nr5a1、nr5a2或e-cadherin，或其任何组合。目前已经可以从市场上购得用于制备ipsc的各种试剂，如重编程载体、表达盒、培养基等，甚至商业化的ipsc。hipsc指从人体细胞诱导获得的ipsc。一个具体实例中，所用的hipsc是按照中国专利公开cn113462638a中描述的方法(例如采用重编程因子组合oct4、sox2、e6和e7)制备，在此通过引用将该专利文献全文并入本文。
[0070]“中胚层细胞”指在三胚层动物的胚胎发育过程中，在原肠胚末期处在外胚层和内胚层之间的细胞层。中胚层细胞可发育为躯体的真皮、肌肉、骨骼及其他结缔组织和循环系统，包括心脏、血管、骨髓、淋巴结、淋巴管等；体腔末、内脏的浆膜和系膜，以及内脏中结缔组织、血管和平滑肌等；肾脏、输尿道、生殖腺（不包括生殖细胞）、生殖管、肾上腺的皮质部等。在本文中，中胚层细胞指诱导多能干细胞(ipsc)在中胚层诱导培养基中培养后所产生的具有中胚层细胞标志物(如braychury)的细胞。相应地，将ipsc诱导培养成中胚层细胞的过程称为“中胚层诱导(mesoderminduction)”。本领域已知从诱导多能干细胞(ipsc)产生中胚层细胞的方法，例如已经有商业化的中胚层诱导培养基，例如stemdiff
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中胚层诱导培养基；另外，中国专利公开cn111321110a描述了从ipsc诱导产生中胚层细胞的方法，中国专利公开cn106867961a描述了用于从ipsc诱导产生中胚层细胞的培养基和方法，在此通过引用将这些专利文献引入本文。在本文提供的一个具体实例中，通过让单层贴壁的ipsc在中胚层诱导培养基中培养1天(约24小时)获得中胚层细胞。可预期地，该中胚层诱导阶段可以更长，例如，1.5天、2天、3天等，只要能获得所需的中胚层细胞即可。本文还提供了造血中胚层细胞的细胞形态图(图6)。
[0071]“造血中胚层特化”在本文中指将中胚层细胞诱导分化为“造血中胚层细胞”的过程。“造血中胚层细胞”可以认为是造血内皮细胞的前体细胞，其细胞标志物为kdr

pdgfrα-。在本文的一个实例中，可以将中胚层细胞在添加了vegf和bfgf的中胚层诱导培养基(本文中也称为造血中胚层特化培养基)中继续培养2天左右并检测细胞标志物表达情况而获得造血中胚层细胞。本文还提供了造血中胚层细胞的细胞形态图(图8)。“造血内皮特化”在本文中指将造血中胚层细胞诱导分化为“造血内皮细胞(hemogenicendotheliumcell)的过程。目前，研究者已认为体内造血干细胞是源自造血内皮细胞(例如，参见hous,etal.cellres(2020),30,376-392)。在本文的一个实例中，可以将造血中胚层细胞继续在添加了vegf、bfgf、scf、il-3、tpo、flt-3l和bmp4的中胚层诱导培养基(当用于制备造血内皮细胞时，本文中也称其为造血内皮特化培养基；当用于制备造血干细胞时，本文也称其为造血内皮特化及内皮-造血转换培养基)中继续培养数天(例如3至12天或更多天，例如4、5、6、7、8、9、10、11、12、13、14天等)而获得造血内皮细胞。
标志物cd34、kdr和cd144可用于对造血内皮细胞进行分离或鉴定。本文还提供了造血中胚层细胞的细胞形态图(图10和图11)。
[0072]“内皮-造血转换”在本文中指造血内皮细胞向造血干细胞或造血干祖细胞转化的过程。该过程最终可产生具有治疗应用的造血干细胞，包括长期造血干细胞(lt-hsc)。可通过细胞标志物如cd34、cd45、cd90、cd45ra、epcr或itga3等来分离或鉴定造血干细胞或造血干祖细胞。例如，在一个具体实例中，本文通过标志物cd34、cd90、epcr和itga3来鉴定长期造血干细胞。在一些实施方案中，通过cd34 epcr cd90 itga3-来表征短期再生造血干细胞(st-hsc)，其在小鼠体内可维持3-6个月。在一些实施方案中，通过cd34

epcr

cd90

itga3

表征长期再生造血干细胞(lt-hsc)。itga3是体外扩增的人类长期造血干细胞的功能标志物。例如tomellini等通过实验证明itga3 是维持体内长期干细胞活性所必需的，itga3 表达在功能上是脐血(cb) 细胞长期植入所必需的，itga3 是 cb 样本中培养的 hsc 的可靠标志物，提高了预期 hsc 鉴定的准确性，并能够在扩展的 cb 培养中区分 st-hsc 和多能 lt-hsc (tomellini, et al. integrin-α3 is a functional marker of ex vivo expanded human long-term hematopoietic stem cells. cell rep. 2019;28(4):1063-1073)。
[0073]“启动子”是rna 聚合酶识别、结合和开始转录的一段dna 序列，它含有rna 聚合酶特异性结合和转录起始所需的保守序列，多数位于结构基因转录起始点的上游，启动子本身不被转录。启动子 (promoter)的实例包括但不限于cmv、ef1a、cag、cbh、sffv启动子。
[0074]“诱导型启动子”指其，除启动子序列外，还包括至少一个转录调控序列，在特定转录因子与该转录调控序列结合后，可启动或促进该启动子转录其下游dna序列。该转录调控序列与该启动子可以是或不是天然存在于同一基因的转录调控序列中，分别可以称为天然诱导型启动子或人工诱导型启动子。在本文提供的具体实例中，采用了四环素诱导型启动子(人工诱导型启动子)，其例如包括cmv启动子(minimal cmv promotor, pmincmv)和tet应答元件(tet-responsive element, tre)。在dox (doxycycline)存在时，反义tet转录活化因子（reverse tetracycline transcriptional activator，rtta）与dox结合后可结合tre，使pmincmv活化从而促进基因表达；dox不存在时，rtta不与tre结合，pmincmv自身不能启动基因表达。因此，在细胞中同时表达rtta时(可通过使用另外的表达载体，或者使用已经整合有rtta编码序列的宿主细胞)可通过是否添加dox来控制该诱导型启动子的活性。本领域技术人员可理解，除了四环素诱导型启动子外，也可以采用其他诱导表达系统来实现本发明的目的，例如蜕皮素诱导系统、cumate、雷帕霉素系统等其他本领域常用的表达系统。
[0075]“可操作地与诱导型启动子连接”指调控序列诱导型启动子与其调控对象的连接方式使得调控序列诱导型启动子能够对其调控对象发挥作用。例如，启动子可操作地与目的基因连接指启动子可驱动目的基因从准确起始位点的开始转录。
[0076]
术语“载体”指可经工程改造以含有目的多核苷酸(例如目的蛋白的编码序列)的核酸分子或可在宿主细胞中复制的核酸分子(例如，核酸、质粒、或病毒等)。载体可包括以下组件中的一个或更多个：复制起点、一或更多个调控目的多核苷酸的表达的调控序列(诸如启动子和/或增强子)和/或一个或更多个可选择标记物基因(诸如抗生素抗性基因和可用于比色分析中的基因，例如β-半乳糖)。术语“表达载体”指用于在宿主细胞中表达目的蛋
白的载体。用于目的蛋白在细胞中瞬时表达通常可采用质粒载体，而用于在细胞中稳定表达可采用病毒载体，如慢病毒载体。
[0077]
提及蛋白的编码核酸序列时，“表达”指该编码核酸序列的转录和/或翻译。表达可以为基础水平的，即特定细胞中特定基因的通常表达水平。表达也可以是超水平的，即过表达，所产生的mrna或蛋白的量通常为基础水平的数倍，例如5倍、10倍、20倍、50倍、100倍、200倍、500倍、1000倍或更多。向宿主细胞(如干细胞)中引入外源核酸序列(包括编码目的蛋白的核酸序列的表达盒)是使得能够在对应宿主细胞中实现目的蛋白的过表达的一种方式。在该表达盒中设置强启动子或可诱导的强启动子可进一步增强表达水平。
[0078]
本发明的一个方面在于提供了制备造血内皮细胞的方法，包括先构建可诱导表达转录因子lcor、hoxa9、hoxa5、runx1和erg的ipsc，并且在所述ipsc向造血干细胞诱导过程(尤其是造血内皮特化和/或内皮-造血转换过程)中诱导这些转录因子表达，从而增加造血内皮细胞的产量或产率。本发明人发现，在特定的时间段诱导这些转录因子的表达，可以显著提高培养物中造血内皮细胞的比例(或产量)。在一个具体实施方案中，在从造血内皮特化开始的第1天至第4天(对应于图1中的day3-day6)诱导上述转录因子的表达(即培养基中添加dox)。在另一个实施方案中，在从造血内皮特化开始的第4天至第7天(对应于图1中的day6-day9)诱导上述转录因子的表达。在另一个具体实施方案中，在从造血内皮特化开始的第4天起(对应于图1中的day6)起诱导上述转录因子的表达。造血内皮细胞的产生可通过细胞形态观察和/或检测细胞标志物来鉴定。例如可以在从造血内皮特化开始的第2天(对应于图1中的day4)进行细胞形态观察和标志物检测。在本文中，提及进行细胞形态观察或者标志物检测时，对应的时间如day4通常指该天开始时，也可以是该天对培养细胞进行特定处理(如接种、改变培养基等)之前。本领域技术人员可以理解，对于造血内皮特化和/或内皮-造血转换需要耗时数天的培养过程，几个小时或十几个小时的培养时间差异通常不会导致细胞形态或标志物出现明显变化。在一些实施方案中，该方法包括：1) 提供造血中胚层细胞或包括造血中胚层细胞的细胞培养物；2) 将所述造血中胚层细胞或包括造血中胚层细胞的细胞培养物置于造血内皮特化培养基中培养；以及3) 让所述造血中胚层细胞表达转录因子lcor、hoxa9、hoxa5、runx1和erg。本领域技术人员可以理解，尽管在该实施方案中通过分步骤的方式描述了造血内皮细胞的制备过程，但是步骤3) (让所述造血中胚层细胞表达转录因子lcor、hoxa9、hoxa5、runx1和erg)并非在步骤2)之后进行，而是在步骤2)的培养过程中进行，例如步骤2)进行10天，但步骤3)在其第4天至第7天进行。
[0079]
本发明的一个方面在于提供了制备造血干细胞的方法，包括先构建可诱导表达转录因子lcor、hoxa9、hoxa5、runx1和erg的ipsc，并且在所述ipsc向造血干细胞诱导过程中控制这些转录因子在特定的时间段表达，从而增加造血干细胞的产量或产率。本发明人发现，在特定的时间段诱导这些转录因子的表达，可以显著提高培养物中造血干细胞的比例(或产量)。在一个具体实施方案中，在从造血内皮特化开始的第4天至第10天(对应于图1中的day6-day12)诱导上述转录因子的表达(即培养基中添加dox)。在另一个具体实施方案中，在从造血内皮特化开始的第4天起(对应于图1中的day6)起诱导上述转录因子的表达。造血干细胞(包括造血干祖细胞或长期造血干细胞)的产生可通过细胞形态观察和/或检测细胞标志物来鉴定。在一些实施方案中，该方法包括：1) 提供造血中胚层细胞或包括造血中胚层细胞的细胞培养物； 2) 将所述造血中胚层细胞或包括造血中胚层细胞的细胞培养
物置于造血内皮特化及内皮-造血转换培养基中培养；以及3) 让所述造血中胚层细胞表达转录因子lcor、hoxa9、hoxa5、runx1和erg。类似地，步骤3)并非需要在步骤2)之后进行，而是在步骤2)的培养过程中进行。
[0080]
需要指出的是，在本文提供的具体实施例中，详细描述了从ipsc起直至获得造血干细胞的整个过程(图1)，尤其是在诱导获得造血中胚层细胞后并未分离纯化出造血中胚层细胞或造血内皮细胞，而是仅通过改变培养基的成分(以及添加dox)来获得最终的造血干细胞(包括长期造血干细胞)。在这个过程中研究了不同时段添加dox对造血内皮细胞生成和造血干细胞生成的影响。本领域技术人员显然可以基于本文公开的技术方案自中胚层细胞或造血中胚层细胞开始制备造血内皮细胞，或者自中胚层细胞、造血中胚层细胞或造血内皮细胞开始制备造血干细胞，但只要其中采用了在对应时间诱导上述转录因子的表达，则这些经改动的技术方案也应包括在本发明的范围内。
[0081]
sugimura等人发表的文献(sugimura, r., jha, d., han, a. et al. haematopoietic stem and progenitor cells from human pluripotent stem cells. nature 545, 432
–
438 (2017))报道了在小鼠体内诱导lcor、hoxa9、hoxa5、runx1和erg (简称lhhre)的表达可以将cd34

细胞转化为造血干祖细胞(但cd34在造血内皮细胞和内皮细胞均有表达，那么该文献中的cd34

细胞也有可能是内皮细胞)；同时体外诱导造血内皮细胞表达lhhre获得的cd34

cd43

cd45

细胞具有多系移植潜力。上述实验均涉及体内lhhre基因的再诱导，因此上述实验有可能表明体内环境对lhhre诱导生成造血干祖细胞是关键的因素。该文献并未有直接的证据表明体外表达lhhre获得的cd34

cd43

cd45

细胞是cd34

epcr

cd90

itga3

长期再生造血干细胞。而我们的实验表明，我们建立了一种无血清分化体系和易于操作的分化流程，通过阶段特异性地调控与造血干细胞发育相关的关键信号通路并通过tet-on四环素诱导表达系统阶段特异性地诱导与造血干细胞发育进程相关的核心转录因子lcor、hoxa9、hoxa5、runx1和erg的过表达，在体外实现了由人多能干细胞向cd34

epcr

cd90

itga3

长期再生造血干细胞的高效分化，且该细胞具有不同血细胞集落的分化潜能；同时我们发现lcor、hoxa9、hoxa5、runx1和erg可以促进cd34

kdr

cd144

造血内皮细胞的生成。这是该文献并未报道的。换言之，该文献仅发现在小鼠体内表达lhhre可以使cd34

细胞转化为造血干祖细胞，该细胞具有多谱系血细胞分化潜能。而体外表达lhhre可以使cd34

细胞转化为cd34

cd43

cd45

细胞，将该细胞注入小鼠体内并继续诱导lhhre表达可以使该细胞具有多谱系血细胞分化潜能。但上述实验均涉及体内诱导表达lhhre基因，这有可能表明体内环境是实现造血干祖细胞转化的关键因素。上述实验尚不能表明lhhre可以在体外实现cd34

epcr

cd90

itga3

长期再生造血干细胞的诱导分化。同时该文献并未报道lhhre对cd34

kdr

cd144

造血内皮细胞生成的影响。
[0082]
本发明建立了一种无血清分化体系和易于操作的分化流程，通过阶段特异性地调控与造血干细胞发育相关的关键信号通路并通过tet-on四环素诱导表达系统阶段特异性地诱导与造血干细胞发育进程相关的核心转录因子lcor、hoxa9、hoxa5、runx1和erg的过表达，在体外实现了由人多能干细胞向cd34

epcr

cd90

itga3

长期再生造血干细胞的高效分化；同时我们发现lcor、hoxa9、hoxa5、runx1和erg可以促进cd34

kdr

cd144

造血内皮细胞的生成。该研究扩展了体外人多能干细胞向长期再生造血干细胞及造血内皮细胞分化的方法，并可能为未来的临床应用和研究提供新的造血干细胞来源。
[0083]
以下通过具体实施例来详细描述本发明。
[0084]
试剂与实验方法。
[0085]
试剂。
[0086]
本文中提及的部分试剂信息如表1所示。
[0087]
表1 试剂信息
。
[0088]
实验方法。
[0089]
流式检测细胞表面标志物。
[0090]
1. facs检测所需试剂和抗体。
[0091]
(1) 清洗试剂：buffer a(pbs 4% fbs)。
[0092]
(2) 直标一抗： fitc anti-human cd34 antibody，apc anti-human kdr antibody，pe anti-human pdgfrα antibody，pe anti-human cd144 antibody，apc anti-human itga3 antibody，pe anti-human epcr antibody，percp/cyanine5.5 anti-human cd90 antibody。
[0093]
2. 待测样品的准备。
[0094]
1) 配制tryple工作液：吸取适量 dpbs至新的15 ml离心管中，按照1：1加入相应体积的tryple原液，混匀后即为工作液，37℃水浴锅预热10分钟。
[0095]
2) 从培养箱取分化的细胞，吸弃原培养液，加入适量的dpbs清洗细胞，并用dpbs洗两遍(每次dpbs用量不少于原培养基用量)，每次1分钟(洗的时候，要将dbps在板/瓶内放置30~45秒再行吸出)。
[0096]
3) 加tryple工作液(6孔培养板板每孔加入1 ml tryple工作液)，使其均匀覆盖板底，置于培养箱孵育2~5分钟，期间可镜下观察，细胞收缩变圆且分散开即可。
[0097]
4) 轻轻拍打培养瓶/板，使细胞脱离板底，然后用移液器轻轻吹打几次，最后加入等体积buffer a终止消化，细胞计数后取1
×
106细胞。(悬浮细胞不需要细胞消化步骤，直接收取悬浮细胞进行后续操作)。
[0098]
5) 配平后离心，200 g离心5 min，离心结束后吸弃上清，轻弹离心管底部使细胞充分分散，加入适量buffer a重悬，200 g离心5分钟，弃上清。
[0099]
6) 用buffer a清洗细胞2次，每次3 ml buffer a，200 g离心5分钟，弃上清。
[0100]
7) 孵育直标一抗：用100
ꢀµ
l buffer a重悬细胞后，每管加入1 test直标一抗，4℃孵育30分钟，并每隔10分钟轻弹离心管，使细胞与抗体充分结合。
[0101]
8) 用buffer a清洗细胞3次，每次3 ml buffer a，200 g离心5分钟，弃上清。
[0102]
9) 每管加入200
ꢀµ
l dpbs重悬细胞，并经70
ꢀµ
m孔径滤网过滤细胞，以除去未消化开的细胞团块，转移至96孔培养板中，置于4℃避光保存，等待上机检测。
[0103]
注：诱导分化的第3天检测造血中胚层细胞标志物kdr和pdgfrα；诱导分化的第6天和第9天检测造血内皮细胞标志物cd34、kdr和cd144；诱导分化的第9天和第12天检测造血干祖细胞标志物cd34和cd45；诱导分化的第12天检测长期再生造血干细胞标志物cd34、cd90、cd45ra、epcr和itga3。
[0104]
流式检测细胞核内标志物。
[0105]
1. facs检测所需试剂和抗体。
[0106]
(1) 清洗试剂：buffer a (pbs 4% fbs)。
[0107]
(2) 打孔试剂：buffer b (pbs 4% fbs 0.4% triton x-100)。
[0108]
(3) 固定试剂：pbs 4%多聚甲醛。
[0109]
(4) 直标一抗： human/mouse brachyury alexa
ꢁ
fluor
®ꢁ
488-conjugated antibody等。
[0110]
2. 待测样品的准备。
[0111]
1) 配制tryple工作液：吸取适量 dpbs至新的15 ml离心管中，按照1：1加入相应体积的tryple原液，混匀后即为工作液，37℃水浴锅预热10分钟。
[0112]
2) 从培养箱取分化的细胞，吸弃原培养液，加入适量的dpbs清洗细胞，并用dpbs洗两遍(每次dpbs用量不少于原培养基用量)，每次1分钟(洗的时候，要将dbps在板/瓶内放置30~45秒再行吸出)。
[0113]
3) 加tryple工作液(6孔培养板板每孔加入1 ml tryple工作液)，使其均匀覆盖
板底，置于培养箱孵育2~5分钟，期间可镜下观察，细胞收缩变圆且分散开即可。
[0114]
4)轻轻拍打培养瓶/板，使细胞脱离板底，然后用移液器轻轻吹打几次，最后加入等体积buffera终止消化，细胞计数后取1
×
106细胞。
[0115]
5)配平后离心，200g离心5min，离心结束后吸弃上清，轻弹离心管底部使细胞充分分散，每管加0.5mlpbs 4%多聚甲醛，轻弹离心管，使细胞悬浮在多聚甲醛溶液中，对细胞进行固定，4℃固定15分钟后，200g离心5分钟，弃上清。
[0116]
6)用bufferb清洗细胞3次，bufferb中含有0.4%tritonx-100，可对细胞膜进行打孔，每次3mlbufferb，200g离心5分钟，弃上清。
[0117]
7)孵育直标一抗：用100
µ
lbufferb重悬细胞后，每管加入1test直标一抗，4℃孵育30分钟，并每隔10分钟轻弹离心管，使细胞与抗体充分结合。
[0118]
8)用buffera清洗细胞3次，每次3mlbuffera，200g离心5分钟，弃上清。
[0119]
9)每管加入200
µ
ldpbs重悬细胞，并经70
µ
m孔径滤网过滤细胞，以除去未消化开的细胞团块，转移至96孔培养板中，置于4℃避光保存，等待上机检测。
[0120]
注：诱导分化的第1天检测中胚层细胞标志物brachyury(t)。
[0121]
流式上机检测。
[0122]
简要步骤如下：1)开启流式细胞仪guavaeasycyteht和电脑。
[0123]
2)设置流式仪；打开流式软件，设置各种参数。
[0124]
3)待机器变为ready状态后，清洗机器。
[0125]
4)首先通过同型对照样品，设置fsc和ssc的电压和增益，使离散细胞群位于象限的合适位置，一般左下角为细胞碎片，右上角为较大的细胞团块。圈出目标细胞群，设置gate，进入下一步分析。
[0126]
5)根据抗体偶联的荧光素，选择合适的检测通道。通过调节相应通道电压和补偿，使得阴性细胞群和阳性细胞群可以明显地区分，然后依次检测实验样品。
[0127]
6)检测完毕，清洗流式仪，关闭流式仪和电脑。
[0128]
实施例1细胞稳系hips-001-5-lhhre的构建。
[0129]
为了实现对转录因子表达时间的调控，我们构建了tet-on四环素诱导表达系统。首先，我们对tet-on系统的可靠性进行了验证。荧光成像显示，293t(来自atcc)和hipscs(制备方法参见cn113462638a)细胞瞬转plenti-ef1α-rtta-ires-puror和teto-fuw-egfp-ef1α-neor质粒72小时后，对照组(control，不加dox)均未见epgf表达，而实验组(dox)经5μg/mldoxycycline处理后均明显诱导egfp表达(图2的a图和图2的c图)。流式结果分析显示，在293t细胞中dox实验组egfp

细胞的比例为70.86%，而control组egfp

细胞的比例仅为1.00%；在hipscs细胞中dox实验组egfp

细胞的比例为8.04%，而control组egfp

细胞的比例仅为0.18%(图2的b图和图2的d图)。在293t和hipscs细胞中，egfp

细胞比例差异应该是由不同类型细胞的质粒转染效率差异造成的。上述实验结果表明，在293t和hipscs细胞中，我们所用的tet-on四环素诱导表达系统能够可靠地调控目的基因的诱导表达。
[0130]
在上述实验的基础上，我们利用慢病毒构建了条件性诱导表达lhhre的细胞稳系hips-001-5-lhhre。构建该细胞系使用了以下3种表达载体：teto-fuw-lcor-hoxa9-hoxa5-ef1α-bsd(不同蛋白之间设置有2a自剪切肽序列)、teto-fuw-runx1-erg-ef1α-neor(不同
蛋白之间设置有2a自剪切肽序列)和plenti-ef1a-rtta-ires-puror，其分别携带一种药筛抗性基因。为了确定合适的药筛剂量，我们分别使用0~600g/mlg418、0~40g/mlblasticidin或0~4g/mlpuromycin对hips-001-5细胞进行药筛实验。实验结果显示，药筛3~4天导致hips-001-5细胞基本死亡的最低药物浓度分别为：500g/mlg418、10g/mlblasticidin和1g/mlpuromycin(图2的e图-g图)。我们利用上述浓度的g418、blasticidin和puromycin对转染病毒72小时后的细胞进行药筛并获得稳转细胞系hips-001-5-lhhre。
[0131]
说明：hips-001-5是由本发明人自主构建的人诱导多能干细胞系（ipsc），在导入lhhre基因之前命名为hips-001-5细胞，导入lhhre基因之后命名为hips-001-5-lhhre细胞。本发明的ipsc可以由专利申请cn201910110768.7或专利申请cn202110733296.8中的制备方法制备而得，还可以由本领域公知方法或商品化试剂盒制备而得。
[0132]
实施例2不同时间诱导lhhre对造血内皮细胞和造血干细胞生成的影响。
[0133]
然后，我们对实施例1获得的稳转细胞系hips-001-5-lhhre进行鉴定，实验结果显示，dox可以诱导插入基因lcor、hoxa9、hoxa5、runx1和erg的转录表达(图3的a图)。为了研究阶段特异性表达lcor、hoxa9、hoxa5、runx1和erg对造血干细胞分化的影响，我们在诱导分化的不同时间窗口加入dox诱导上述基因的表达。分化第9天的流式结果分析显示，对照组cd34

kdr

cd144

造血内皮细胞的诱导效率为44.28%(control，47.66%
×
92.91%)；而在分化的第3~6天和第6~9天添加dox的实验组，其cd34

kdr

cd144

造血内皮细胞的诱导效率有显著性提高，分别提高至60.77%(d3-6dox，62.68%
×
96.95%)和58.26%(d6-9dox，60.88%
×
95.69%)。上述实验结果表明，过表达lhhre有利于提高造血内皮细胞的生成(图3的b图)。而分化第12天的流式显示，在第3~12天、第6~12天和第9~12天添加dox均可以显著性提高cd34

细胞的诱导效率，但仅在第6~12天添加dox明显提高cd34

cd45

细胞的诱导，其诱导效率达到54.65%，对照组、第3~12天和第9~12天添加dox诱导cd34

cd45

细胞的效率分别为16.32%、8.96%、8.41%(图3的c图)。
[0134]
根据上述实验结果，我们将dox的处理时间确定为分化的第6~12天。为了探究过表达lhhre对造血干细胞分化的影响，我们检测了造血干细胞标志物基因的表达情况。分化第12天的流式分析结果表明，添加dox可以提高cd34

cd45ra-cd90

epcr

造血干细胞(doxvs.control，27.13%vs.12.62%)及cd34

epcr

cd90

itga3

长期再生造血干细胞(doxvs.control，17.87%vs.2.26%)的诱导分化效率(图3的d图-e图)。
[0135]
上述实验结果表明，过表达lhhre不仅可以提高造血内皮细胞的诱导，还可以促进长期再生造血干细胞的生成。
[0136]
实施例3人多能干细胞诱导造血干细胞的分化过程。
[0137]
单层贴壁细胞形成。
[0138]
实验操作：day-1。
[0139]
1)取适量的tryple工作液，置于37℃水浴锅预热10分钟。
[0140]
2)根据传代所需的培养基量，配制含10μmy-27632的tesr-e8培养基，每毫升tesr-e8培养基加1μly-27632(10mm)储存液。37℃水浴锅预热10分钟。
[0141]
3)从培养箱取出待传代的hipsc-001-5细胞(细胞汇合度70%~80%)(细胞形态见图4)，吸弃原培养基，并用dpbs洗两遍(每次dpbs用量不少于原培养基用量)，每次1分钟(洗
的时候，要将dbps在孔/瓶内放置30~45秒再行吸出)。
[0142]
4) 加tryple工作液后(六孔板加约1 ml tryple工作液，t25瓶加约2 ml tryple工作液)，使其均匀覆盖板底，置于培养箱孵育2~5分钟，期间可镜下观察，细胞收缩变圆且分散开即可。
[0143]
5) 轻轻拍打培养瓶/板，使细胞脱离板底，然后用移液器轻轻吹打几次，最后加入等体积的消化终止液终止消化。
[0144]
6) 配平后离心，200 g离心5 min，离心结束后吸弃上清，轻弹离心管底部使细胞充分分散，加入适量含10 μm y-27632的tesr-e8培养基重悬，细胞计数后，调整至合适的细胞密度。
[0145]
7) 取出matrigel包被好的培养板/瓶，去除剩余包被液，用dpbs清洗一次。将混合均匀的细胞悬液按照8000个/cm2的密度，接种于包被的培养板/瓶中，标记传代日期、细胞类型和细胞代数等信息。将培养板/瓶置于37℃、5% co2培养箱内静置培养。
[0146]
注意：细胞接种密度控制在8000-10000个/cm2，接种后不要晃动培养板/瓶，防止细胞聚集在培养板/皿中央。
[0147]
中胚层诱导(mesoderm induction)。
[0148]
实验操作：day0。
[0149]
1) 取适量的中胚层诱导培养基，置于37℃水浴锅预热10分钟。
[0150]
2) 单层贴壁细胞形成24小时后，从培养箱取出待分化的细胞(细胞形态见图5)，吸弃原培养液，加入适量的dpbs清洗细胞，并用dpbs洗两遍(每次dpbs用量不少于原培养基用量)，每次1分钟(洗的时候，要将dbps在板/瓶内放置30~45秒再行吸出)。
[0151]
3) 添加中胚层诱导培养基，然后置于37℃，5% co2培养箱中静置培养24 小时(6孔培养板每孔加入2 ml培养液)。
[0152]
造血中胚层特化 (hematopoietic mesoderm specification) 。
[0153]
实验操作：day1。
[0154]
1) 取配制适量的造血中胚层特化培养基，置于37℃水浴锅预热10分钟。
[0155]
2) 中胚层诱导24小时后，从培养箱取分化的细胞(细胞形态见图6，中胚层标志物流式检测结果见图7)，吸弃原培养液，加入适量的dpbs清洗细胞，并用dpbs洗两遍(每次dpbs用量不少于原培养基用量)，每次1分钟(洗的时候，要将dbps在板/瓶内放置30~45秒再行吸出)。
[0156]
3) 添加造血中胚层特化培养基，然后置于37℃，5% co2培养箱中静置培养48 小时(6孔培养板每孔加入2 ml培养液)。
[0157]
造血内皮特化 (hemogenic endothelium specification) 及内皮-造血转换 ( endothelial-to-hematopoietic transition, eth) 。
[0158]
实验操作：day3。
[0159]
1) 取配制适量的造血内皮特化及内皮-造血细胞转化培养基，置于37℃水浴锅预热10分钟。
[0160]
2) 取适量的tryple工作液，置于37℃水浴锅预热10分钟。
[0161]
3) 造血中胚层特化48 h后，从培养箱取分化的细胞(细胞形态见图8，中胚层标志物流式检测结果见图9)，吸弃原培养液，加入适量的dpbs清洗细胞，并用dpbs洗两遍(每次
dpbs用量不少于原培养基用量)，每次1分钟(洗的时候，要将dbps在板/瓶内放置30~45秒再行吸出)。
[0162]
4) 加tryple工作液(6孔培养板板每孔加入1 ml tryple工作液)，使其均匀覆盖板底，置于培养箱孵育2~5分钟，期间可镜下观察，细胞收缩变圆且分散开即可。
[0163]
5) 轻轻拍打培养瓶/板，使细胞脱离板底，然后用移液器轻轻吹打几次，最后加入等体积终止消化液终止消化。
[0164]
6) 配平后离心，200 g离心5 min，离心结束后吸弃上清，轻弹离心管底部使细胞充分分散，加入适量含10 μm y-27632的造血内皮特化及内皮-造血细胞转化培养基重悬，细胞计数后，调整至合适的细胞密度。
[0165]
7) 取出matrigel包被好的培养板/瓶，去除剩余包被液，用dpbs清洗一次。将混合均匀的细胞悬液接种于包被的培养板/瓶中，接种密度为2
×
104个/cm2，标记传代日期、细胞类型和细胞代数等信息，然后置于37℃、5% co2培养箱内静置培养(6孔培养板每孔加入2 ml培养液)。
[0166]
实验操作：day4。
[0167]
1) 取配制适量的造血内皮特化及内皮-造血细胞转化培养基，置于37℃水浴锅预热10分钟。
[0168]
2) 从培养箱取分化的细胞(细胞形态见图10)，吸弃原培养液，更换新鲜的造血内皮特化及内皮-造血细胞转化培养基，然后置于37℃、5% co2培养箱内静置培养(6孔培养板每孔加入2 ml培养液)。
[0169]
实验操作：day6。
[0170]
1) 取配制适量的含5
ꢀµ
g/ml doxycycline的造血内皮特化及内皮-造血细胞转化培养基，置于37℃水浴锅预热10分钟。
[0171]
2) 从培养箱取分化的细胞(细胞形态见图11，造血内皮细胞标志物cd34、kdr和cd144流式检测结果见图12)，吸弃原培养液，更换新鲜的含5
ꢀµ
g/ml doxycycline的造血内皮特化及内皮-造血细胞转化培养基，然后置于37℃、5%co2培养箱内静置培养(6孔培养板每孔加入2 ml培养液)。
[0172]
实验操作：day8。
[0173]
1) 取配制适量的含5
ꢀµ
g/ml doxycycline的造血内皮特化及内皮-造血细胞转化培养基，置于37℃水浴锅预热10分钟。
[0174]
2) 从培养箱取分化的细胞，吸弃原培养液，更换新鲜的含5
ꢀµ
g/ml doxycycline的造血内皮特化及内皮-造血细胞转化培养基，然后置于37℃、5% co2培养箱内静置培养(6孔培养板每孔加入2 ml培养液)。
[0175]
3) 在day9观测细胞形态并通过流式检测造血内皮细胞标志物cd34、kdr和cd144表达情况，具体检测方法详见实验方法部分的细胞流式检测。结果分别显示在图13和14中。注意：造血内皮阶段，造血内皮细胞迁移形成造血中心，且出现少量的悬浮细胞。流式检测造血内皮细胞标志物cd34、kdr和cd144，cd34

kdr

细胞比例应不低于50%，且cd34

kdr

细胞中cd144

细胞比例应不低于80%。
[0176]
实验操作：day10。
[0177]
1) 取配制适量的含5
ꢀµ
g/ml doxycycline的造血内皮特化及内皮-造血细胞转化
培养基，置于37℃水浴锅预热10分钟。
[0178]
2)从培养箱取分化的细胞，收集原培养液至15ml离心管中，配平后离心，200g离心5min，离心结束后吸弃上清，轻弹离心管底部使细胞充分分散，加入适量的含5
µ
g/mldoxycycline的造血内皮特化及内皮-造血细胞转化培养基重悬。
[0179]
3)将重悬后的细胞重新接种到培养板/瓶中，然后置于37℃、5%co2培养箱内静置培养(6孔培养板每孔加入2ml培养液)。
[0180]
实验操作：day12。
[0181]
从培养箱取分化的细胞(细胞形态和长期再生造血干细胞胞标志物cd34、cd90、epcr和itga3的流式检测结果分别显示在图15和图16中)，收集原培养液至15ml离心管中，配平后离心，200g离心5min，离心结束后吸弃上清，轻弹离心管底部使细胞充分分散，将获得的造血干细胞用于后续实验或冻存。
[0182]
实施例4造血干细胞分化潜能的验证。
[0183]
造血干细胞是一类具有自我更新和分化潜能的细胞，可以分化为全部的血细胞(giebelandbruns,2008;seitaandweissman,2010)。为了评估我们诱导分化获得的造血干细胞的体外分化潜能，我们进行了集落形成单元实验(cfu，colonyformingunitassay)。hips-001-5和hips-001-5-lhhre诱导分化获得的悬浮细胞(实施例3制备)置于甲基纤维素培养基中培养14天后均可以形成红细胞(bfu-e和cfu-e)、粒细胞(cfu-g)、巨噬细胞(cfu-m)、粒细胞/巨噬细胞(cfu-gm)、多谱系祖细胞(cfu-gemm)集落单元(图17的a图)。上述实验表明，诱导分化获得的悬浮细胞中均含有具备多谱系血细胞分化潜能的造血干祖细胞。hips-001-5和hips-001-5-lhhre诱导分化获得的悬浮细胞形成总集落的数量相似(001-5vs.lhhre：237vs.232)，但相对于hips-001-5，hips-001-5-lhhre诱导分化获得的悬浮细胞形成红细胞集落的效率明显提高(001-5vs.lhhre：3.38%vs.11.21%)(图17的b图)。
[0184]
上述实验表明，我们体外诱导分化获得造血干祖细胞具有多谱系血细胞分化潜能，且过表达lhhre获得的造血干祖细胞具有更高的红系分化潜能，在分化潜能上更接近脐血中的造血干细胞。
[0185]
目前，由人多能干细胞定向诱导造血干细胞的分化是通过模拟体内造血干细胞发育的过程，通过阶段特异性地调控与造血干细胞发育相关的关键信号通路，从而实现造血干细胞的体外诱导分化。但该方法获得的细胞多数为造血祖细胞，而造血干细胞的含量极少。造血干细胞的发育受到关键转录因子的级联调控。细胞转录因子通过调控基因表达决定细胞命运，而过表达关键的转录因子可以实现细胞命运的重编程。有研究表明，组成型表达转录因子fosb、gfi1、runx1和spi1(fgrs)结合血管细胞共培养能够将人类成人内皮细胞转化为可移植的多能造血祖细胞(lisetal.,2017;sandleretal.,2014)。另有研究表明，转录因子lcor、hoxa5、hoxa9、runx1和erg(lhhre)能够将造血内皮细胞重编程为造血干/祖细胞(sugimuraetal.,2017)。
[0186]
为了提高体外lt-hscs的分化效率，我们构建了lhhre细胞系，以探究阶段特异性地过表达调控造血干细胞发育相关的核心转录因子和调控与造血干细胞发育相关的关键信号通路对人多能干细胞诱导造血干细胞分化的影响，发现lhhre促进长期再生造血干细胞的生成。
[0187]
我们建立了一种无血清分化体系和易于操作的分化流程，通过阶段特异性地调控与造血干细胞发育相关的关键信号通路并通过tet-on四环素诱导表达系统阶段特异性地诱导与造血干细胞发育进程相关的核心转录因子lcor、hoxa9、hoxa5、runx1和erg的表达结合过表达，在体外实现了由人多能干细胞向cd34

epcr

cd90

itga3

长期再生造血干细胞的高效分化，且该细胞具有不同血细胞集落的分化潜能；同时我们发现lcor、hoxa9、hoxa5、runx1和erg可以促进cd34

kdr

cd144

造血内皮细胞的生成。
[0188]
本文提供了制备造血干细胞的方法，尤其是过表达lcor、hoxa9、hoxa5、runx1和erg以制备造血干细胞的方法，其中(1)在诱导分化的第6-12天加入dox启动稳转细胞系hips-001-5-lhhre表达lhhre能取得较好的造血干细胞分化效果；(2)过表达lhhre也可以促进cd34

kdr

cd144

造血内皮细胞的生成。可检索到的现有文献是以造血内皮细胞为起点，没有涉及过表达lhhre对造血内皮细胞生成的影响。本技术在分化的第3~6天和第6~9天(造血内皮细胞生成阶段)添加dox启动lhhre过表达，其cd34

kdr

cd144

造血内皮细胞的诱导效率分别提高至60.77%和58.26%，而对照组(未添加dox，lhhre不表达)cd34

kdr

cd144

造血内皮细胞的诱导效率为44.28%；(3) 本技术的方案不仅能提高造血干细胞和/或造血干祖细胞的分化效率，还可以促进长期再生造血干细胞的生成。