一种非侵入式的微生物活性分析方法、系统与流程

1.本技术属于药物筛选技术领域，尤其涉及一种非侵入式的微生物活性分析方法、系统。


背景技术：

2.药物筛选是目前药物研发的主要途径，其过程就是药物活性实验的探索性过程，需要对不同化合物的生理活性进行比较。
3.细胞活性是进行药物筛选的关键步骤，是细胞生物学实验的一项重要指标，是评价细胞培养、细胞毒性及生理研究的基础。在目前的细胞活性检测方法中，mtt法是较早且较为经典的方法。但是，由于mtt法形成的甲瓒(formazan)是非水溶性的，需要加有机溶剂溶解，这不仅增加了研究人员的工作量，也给实验带来了一定的误差；cck-8法具有方便、灵敏、快速、无放射性、重复性好的特点，现在已广泛用于细胞增殖检测、细胞毒性检测、药物筛选、药敏试验等，但比较昂贵，且颜色与含酚红的培养基相似，容易误加或漏加。细胞活性测试方法一般需要使用活性检测试剂，而且是侵入式只能用于终点检测的方法，无法做到实时，非侵入式检测。


技术实现要素：

4.有鉴于此，本技术提供了一种非侵入式的微生物活性分析方法、系统，提供了可实时地、非侵入地分析微生物活性的方法。
5.本技术提供了一种非侵入式的微生物活性分析方法，包括如下步骤：
6.步骤1、通过微流控技术，将微生物、培养液和待测物形成三者混合的微液滴置于液滴收集芯片上，并将其置于细胞培养箱内培养；
7.步骤2、获取经培养后的所述液滴收集芯片上微液滴的明场照片；
8.步骤3、于所述明场照片中，提取所述微液滴中微生物区对应的第一灰度值以及非微生物区的第二灰度值；
9.步骤4、基于所述第一灰度值以及所述第二灰度值，根据透光率公式，计算所述微生物对应的透光率0和透光率n，所述透光率0为所述微生物培养0小时后的透光率，所述透光率n为所述微生物为培养n小时后的透光率；
10.步骤5、基于所述透光率0和所述透光率n，根据吸光度公式，计算所述微生物对应的吸光度0和吸光度n，所述吸光度0为所述微生物培养0小时后的吸光度，所述吸光度n为所述微生物为培养n小时后的吸光度；
11.步骤6、基于所述吸光度0和所述吸光度n，根据归一化吸光度公式，计算所述微生物培养n小时后的归一化吸光度；
12.步骤7、比较所述微生物的归一化吸光度的大小，得出所述微生物的活性趋势。
13.另一实施例中，所述透光率公式为：透光率＝第一灰度值/第二灰度值。
14.另一实施例中，所述吸光度公式为：吸光度n＝lg(1/透光率n)；吸光度0＝lg(1/透
光率0)。
15.另一实施例中，所述归一化吸光度公式为：归一化吸光度＝吸光度n/吸光度0。
16.具体的，计算该微液滴的细胞透光率，透光率＝第一灰度值/第二灰度值；然后，通过该细胞透光率计算吸光度，因为，吸光度＝lg(1/透光率)，所以，细胞的吸光度是与透光率相关；最后，计算细胞的归一化吸光度，归一化的吸光度＝吸光度n/吸光度0，吸光度0为细胞培养0小时后的吸光度，吸光度n为细胞培养n小时后的吸光度，所以说，微生物的归一化吸光度为吸光度n/吸光度0。
17.另一实施例中，所述微生物选自细胞、细菌或真菌中的一种；所述待测物选自药物。
18.具体的，所述药物可以为抗生素药物，
19.另一实施例中，所述明场照片的色度值范围为6～10bit。
20.具体的，所述明场照片的色度值范围为8bit。
21.具体的，步骤2中，可通过图片处理软件分析微生物图像的灰度值，所述软件可为imagej软件、matlab软件或photoshop软件。
22.另一实施例中，所述微液滴中包括多个细胞球和培养液；
23.步骤3中的所述第一灰度值为所述微液滴中央区域的单个细胞球多个位置的灰度平均值；
24.所述第二灰度值为所述单个细胞球外周只含有培养液位置的灰度值。
25.具体的，所述多个位置的位置个数为2个、3个、4个、5个、6个、7个、8个、9个或10个。
26.另一实施例中，步骤7中，比较所述微生物的归一化吸光度的大小，得出所述微生物的活性趋势具体包括：
27.比较所述归一化吸光度a和所述归一化吸光度b，所述归一化吸光度a为所述微生物培养a小时后的归一化吸光度；所述归一化吸光度b为所述微生物培养b小时后的归一化吸光度；
28.若所述归一化吸光度a大于所述归一化吸光度b，则培养a小时后的微生物的活性比培养b小时后的微生物的活性小；
29.若所述归一化吸光度a小于所述归一化吸光度b，则培养a小时后的微生物的活性比培养b小时后的微生物的活性大；
30.若所述归一化吸光度a等于所述归一化吸光度b，则培养a小时后的微生物的活性比培养b小时后的微生物的活性相当。
31.本技术第二方面提供了一种非侵入式的微生物活性分析系统，包括：
32.微流控芯片系统、细胞培养箱、明场照片获取单元、灰度值提取单元、计算单元和判断单元；
33.所述微流控芯片系统具体用于，通过微流控技术，将微生物、培养液和待测物形成三者混合的微液滴；
34.所述细胞培养箱具体用于，培养所述微液滴；
35.所述明场照片获取单元具体用于，获得培养后所述微液滴的明场照片；
36.所述灰度值提取单元具体用于，提取所述明场照片的微液滴中微生物区对应的第一灰度值以及非微生物区对应的第二灰度值；
37.所述计算单元具体用于，基于所述第一灰度值以及所述第二灰度值，根据透光率公式，计算所述微生物对应的透光率0和透光率n，所述透光率0为所述微生物培养0小时后的透光率，所述透光率n为所述微生物为培养n小时后的透光率；
38.基于所述透光率0和所述透光率n，根据吸光度公式，计算所述微生物对应的吸光度0和吸光度n，所述吸光度0为所述微生物培养0小时后的吸光度，所述吸光度n为所述微生物为培养n小时后的吸光度；
39.基于所述吸光度0和所述吸光度n，根据归一化吸光度公式，计算所述微生物培养n小时后的归一化吸光度；
40.所述判断单元具体用于，比较所述微生物的归一化吸光度的大小，得出所述微生物的活性趋势结果。
41.具体的，所述微流控芯片系统可以为现有常规的能将微生物、培养液和待测物形成三者混合的微液滴的芯片，如申请号为202110875798.4的微流道装置。
42.另一实施例中，所述微流控芯片系统包括微流道装置和液滴收集芯片；
43.所述微流道装置的微液滴出口与所述液滴收集芯片的进口连通。
44.另一实施例中，所述判断单元包括：比较所述归一化吸光度a和所述归一化吸光度b，所述归一化吸光度a为所述微生物培养a小时后的归一化吸光度；所述归一化吸光度b为所述微生物培养b小时后的归一化吸光度；
45.若所述归一化吸光度a大于所述归一化吸光度b，则输出培养a小时后的微生物的活性比培养b小时后的微生物的活性小的结果；
46.若所述归一化吸光度a小于所述归一化吸光度b，则输出培养a小时后的微生物的活性比培养b小时后的微生物的活性大的结果；
47.若所述归一化吸光度a等于所述归一化吸光度b，则输出培养a小时后的微生物的活性比培养b小时后的微生物的活性相当的结果。
48.本技术提出一种非侵入式的利用测量细胞灰度值变化来实时分析微生物活性的方法。本技术发现可采用微生物的透光率分析其活性趋势。同时本技术结合微流控液滴技术，实现高通量药物筛选。该方法利用可编程注射泵的不同编程模式，将待测物和微生物悬液在毛细硅胶管连接的多通道中快速混合，同时在通道下游引入油相液体制备油包水的微液滴，将微液滴引入到液滴收集通道中，随后放入到细胞培养箱内培养，在不同培养时间下拍照，如0h、12h、24h、36h、48h，用图片处理软件分析微生物图像的灰度值，通过计算透光率计算吸光度的变化，从而进行分析待测物与微生物的即时作用反应，本技术采用的微流控液滴具有分析速度快、高通量、平行性、自动化等特点，可以在短时间内分析大量的待测物参数和条件；微液滴尺寸与微生物大小相近，可提供更加接近生理状态的微环境，生物相容性高，能够进行高通量微生物水平的评价，可应用于药物筛选，本方法可实时非侵入式检测药物与细胞作用效果，本技术的实验步骤少，操作简单，药物消耗少，同时可制备高通量药物液滴。
附图说明
49.为了更清楚地说明本技术实施例或现有技术中的技术方案，下面将对实施例或现有技术描述中所需要使用的附图作简单地介绍。
50.图1为本技术实施例的微液滴位于液滴收集芯片的示意图；
51.图2为本技术实施例中hela细胞与顺铂药物形成的微液滴的细胞吸光度随时间变化的灰度图；
52.图3为本技术实施例中当顺铂浓度为40μm时，细胞的归一化吸光度随时间变化的散点图；
53.图4为本技术实施例中当顺铂浓度为120μm，细胞的归一化吸光度随时间变化的散点图；
54.图5为本技术实施例中当顺铂浓度为200μm，细胞的归一化吸光度随时间变化的散点图；
55.图6为本技术实施例2的同样的细胞、药物和培养基的细胞增殖-毒性检测。
具体实施方式
56.本技术提供了一种非侵入式的微生物活性分析方法、系统，用于解决现有技术微生物活性检测方法中无法实时地，非侵入式地检测微生物活性的技术缺陷。
57.下面将对本技术实施例中的技术方案进行清楚、完整地描述，显然，所描述的实施例仅仅是本技术一部分实施例，而不是全部的实施例。基于本技术中的实施例，本领域普通技术人员在没有做出创造性劳动前提下所获得的所有其他实施例，都属于本技术保护的范围。
58.其中，以下实施例所用原料或试剂均为市售或自制。
59.本技术实施例采用微流道装置将微生物、培养液和待测物形成三者混合的微液滴，采用的微流道装置可选用现有常规的可将微生物、培养液和待测物形成三者混合的微液滴的微流控芯片，如申请号为202110875798.4记载的微流道装置。
60.本技术实施例的液滴收集芯片采用现有常规的方法制备，具体方法包括：
61.步骤1)利用autocad设计液滴收集芯片的几何通道模板，液滴收集芯片的通道为连续的s形通道，通道的直径为1毫米，利用激光刻蚀技术将结构刻蚀在铝模板上。
62.步骤2)将聚二甲基硅氧烷(pdms)预聚物和交联剂以10：1的比例混合，搅拌均匀后，向铝模板模具上倒50ml混合物，抽真空30min除去气泡，再置于80℃热板上加热固化，制得pdms流道层。
63.步骤3)向透明玻璃板上倒10ml的pdms，形成pdms的薄层(为pdms底层)，放入60℃恒温箱里固化。
64.步骤4)向固化好的玻璃板上滴一小滴pdms预聚物和交联剂以10：1的比例混合形成的混合物，用滚轮将其均匀地涂在玻璃板上，再将固化好的pdms从模板上剥离，与玻璃板贴紧，放置10min后，在热板120℃上放置1h固化，完成液滴收集芯片的制作。
65.具体的，将培养液、微生物悬液、待测物和油相液体在一定流速下通入微流道装置中，油相液体和培养液是两种互不相溶的液体，两种互不相溶的液体由于表面张力和剪切力间的相互作用，培养液在微流道装置的交叉口处破裂，使得油相液体包裹培养液，得到油包水微液滴，通过控制油相液体和培养液的流速可以精确控制液滴大小和微液滴中微生物或者待测物的浓度，通过控制油相液体和培养液的流速就能实现油相包裹微生物水相的微液滴。
66.微流道装置的微液滴出口与液滴收集芯片的通道进口通过导管连接，微流道装置的微液滴出口的油包水的微液滴通入液滴收集芯片的通道进口，相邻微液滴之间间隔油相液体，相邻的微液滴互不干扰。
67.实施例1
68.本技术提供了一种非侵入式的微生物活性分析方法，具体包括：
69.本技术分析方法的微生物选择hela细胞，培养液选择dmem培养基，待测物选择为顺铂药物。
70.步骤1)取顺铂2mg溶于2ml dmso中，制成顺铂母液；
71.步骤2)取1ml顺铂母液与9ml已配好的dmem培养基混合，使母液稀释为原来的1/10，得到顺铂溶液；
72.步骤3)将培养瓶中的hela细胞用胰酶消化，并加入等量的dmem培养基终止消化，离心后加入dmem培养基，使细胞密度达到200万/ml，得到hela细胞悬液。
73.步骤4)采用申请号为202110875798.4记载的微流道装置，微生物样品进口通过硅胶管与含有hela细胞悬液的注射器连接，培养液进口通过硅胶管与含有dmem培养基的注射器连接，待测物进口通过硅胶管与含有顺铂溶液的注射器连接，油相进口通过硅胶管与含有液体石蜡的注射器连接。向五个注射器中分别加入对应的待推液体。
74.步骤5)将注射器固定在注射泵上，调节灌注速度，油相总灌注速度为120μl/min，水相(即培养液)总灌注速度为80μl/min，在这种条件下，微液滴均匀且在芯片上稳定，不容易粘连。在该流量条件下，微液滴生成区每分钟至少生成65个稳定且大小均匀的微液滴，微液滴填满液滴收集芯片的时间约为5.5min。为使一块液滴收集芯片中包含三种不同顺铂药物浓度的微液滴，设置微生物样品进口(细胞悬液)的流量保持为20μl/min，待测物进口(顺铂溶液)的流量依次为10μl/min、30μl/min、50μl/min，培养液进口(培养液)的流量依次为50μl/min、30μl/min、10μl/min。微液滴中细胞密度为50万/ml，液滴中顺铂药物浓度的计算方法：注射器中顺铂溶液浓度
×
该注射器流量/水相总流量，通过控制流速，控制微液滴中顺铂药物的浓度分别为40μm、120μm和200μm。
75.步骤6)请参阅图1，图1为本技术实施例的微液滴位于液滴收集芯片的示意图，将上述微液滴留到液滴收集芯片后，放到细胞培养箱内培养，按照hela细胞正常培养条件进行培养0h、12h、24h、36h、48h。
76.步骤7)分别在培养0h、12h、24h、36h和48h后的液滴收集芯片上微液滴拍照，拍完后放回培养箱中，得到培养不同时间的微液滴的明场照片，结果如图2，图2为本技术实施例中hela细胞与顺铂药物形成的微液滴的细胞吸光度随时间变化的灰度图，细胞与药物作用后，细胞的灰度值与细胞活性随时间变化具有相关性。
77.拍照流程为：将液滴收集芯片置于倒置荧光显微镜载物台，将各硬件连接并利用控制软件实现显微镜载物台、物镜、光源及高速摄像机的协同运作，采集细胞明场下的图片。
78.步骤8)通过imagej计算培养不同时间的细胞透光率和吸光度。拍到的明场图片中，首先imagej将细胞的明场图片处理为8bit的灰度图，细胞聚集在一起，形成细胞球，取微液滴中间的一个细胞球，一个细胞球取3个点位置的灰度平均值，该细胞球的灰度平均值为细胞区域的灰度值；然后，取该细胞球外周只含有培养基位置的非细胞区域的灰度值(非
细胞区域背景的灰度值)，计算该微液滴的细胞透光率，透光率＝细胞区域的灰度值/非细胞区域的灰度值；然后，通过该细胞透光率计算吸光度，因为，吸光度＝lg(1/透光率)，所以，细胞的吸光度是与透光率相关，吸光度n＝lg(1/透光率n)；吸光度0＝lg(1/透光率0)；最后，计算细胞的归一化吸光度，归一化的吸光度＝吸光度n/吸光度0，吸光度0为细胞培养0小时后的吸光度，吸光度n为细胞培养n小时后的吸光度。
79.步骤9)利用graphpadprism做出不同药物浓度时归一化吸光度随时间变化的散点图。
80.本实施例的结果如图3～图5所示，本技术的方法可定性判断细胞与药物作用后，细胞的活性趋势(或者是药物的毒性趋势)，细胞活性与透光率成正相关，与归一化吸光度成反相关；图3可知，在40μm的顺铂浓度下，0～36h的hela细胞的归一化吸光度增大，说明hela细胞活性降低；图4可知，在120μm的顺铂浓度下，0～36h的hela细胞的归一化吸光度增大，说明hela细胞活性降低；图5可知，在200μm的顺铂浓度下，0～36h的hela细胞的归一化吸光度增大，说明hela细胞活性降低。
81.实施例2
82.为了验证本技术方法的可靠性，本实施例采用实施例1同样的细胞、药物和培养基进行孔板中细胞增殖-毒性检测：
83.制备hela细胞悬液，稀释密度至5万/ml，接种于96孔板中。接种孔排列为4
×
4，每孔加入100μl细胞悬液，此时有4个重复孔。相同方法铺4个96孔板。在37℃培养箱中培养24小时，细胞完全贴壁。
84.将培养液吸出，pbs清洗2遍，在每个孔板的4组培养孔中分别加入100μldmem培养基、40μm的顺铂溶液、120μm的顺铂溶液、200μm的顺铂溶液。
85.药物配置：将2mg顺铂溶于2ml dmso中，得到顺铂母液1mg/ml。
86.取1ml顺铂母液溶于9ml的dmem培养基中，得到10ml浓度为320μm的顺铂溶液
·
。
87.取1ml 320μm的顺铂溶液加入到7ml的dmem培养基中，得到8ml40μm的顺铂溶液。
88.取3ml 320μm的顺铂溶液加入到5ml的dmem培养基中，得到8ml120μm的顺铂溶液。
89.取5ml 320μm的顺铂溶液加入到3ml的dmem培养基中，得到8ml200μm的顺铂溶液。
90.4个孔板依次在12h、24h、36h、48h加入cck-8溶液，测吸光度。吸出接种孔中的药物溶液，pbs清洗两遍，取cck-8溶液200μl加入到1.8ml的dmem培养基中，向每个孔中加入100μl的混合液，同时向不含细胞的孔中加入cck-8溶液，做4个重复。避光放在37℃培养箱内孵育3h后，测定450nm处的吸光度，cck-8现用现配，避光配置。
91.计算公式细胞存活率＝[(as-ab)/(ac-ab)]
×
100％，as：实验孔(含细胞、培养基、cck-8溶液、药物溶液)的吸光度ac：对照孔(含细胞、培养基、cck-8溶液、不含药物溶液)的吸光度ab：空白孔(含培养基、cck-8溶液，不含细胞、药物溶液)的吸光度。
[0092]
实验结果表明：在40μm、120μm、200μm的顺铂溶液下，在0～36h，hela细胞的活性不断降低，顺铂对hela有显著毒性。
[0093]
可见，图3～图5为采用本技术方法测定不同药物浓度作用细胞后细胞活性趋势结果，图6为采用现有方法在孔板中测定不同药物浓度作用细胞后细胞毒性结果，显然，采用本技术方法测定的结果与现有技术方法的结果是相符的，具有相关性。
[0094]
综上所述，本技术非侵入式的微生物活性分析方法可用于药物筛选，其优点是样
品及试剂消耗量少、高灵敏度、高通量及自动化等；其次，细胞活性检测是液滴法中评价药物效果的关键步骤。目前常用的细胞活性测试方法一般需要使用活性检测试剂，如mtt,cck-8等，均为侵入式且只能用于终点检测的方法，无法做到实时，非侵入式检测。本技术提出一种非侵入式的利用测量透明度变化来定量实时分析细胞活性的方法。该方法利用细胞透明度判断细胞活性，从而实现药物筛选。该方法实验可进行实时监测、对细胞无伤害、操作简单，药物消耗量少，同时可制备高通量药物液滴。
[0095]
以上所述仅是本技术的优选实施方式，应当指出，对于本技术领域的普通技术人员来说，在不脱离本技术原理的前提下，还可以作出若干改进和润饰，这些改进和润饰也应视为本技术的保护范围。