一种基于面包的饮料的制作方法

1.本发明涉及一种基于面包的饮料及其制备方法。


背景技术：

2.食品浪费是日益严重的全球问题，全球生产的食品中高达三分之一在消费前被丢弃。在不同类型的食物废物中，面包是浪费最多的物品之一。大多数面包浪费来自家庭垃圾或市场过剩。
3.为了解决面包浪费高的问题，已经探索了将废弃面包用于各种应用的许多技术，例如加工成动物饲料或生物价值化应用以通过发酵方法生产工业或消费品。然而，每种现有技术都面临以下限制中的至少一个：应用具有低附加值，应用仅适用于工业面包废料而不适用于家庭面包废料，应用后仍留下大量固体面包废料。


技术实现要素：

4.本发明寻求解决这些问题，和/或提供使用废面包的基于面包的饮料，以及制备饮料而不产生任何废料的方法。
5.根据第一方面，本发明提供了包含益生菌的基于面包的饮料，其中所述益生菌的活益生菌细胞计数为≥5.0log cfu/ml。所述饮料可以是发酵饮料。
6.根据一个特定方面，在储存6周后，包含在所述饮料中的益生菌可以具有≥5.0log cfu/ml的活益生菌细胞计数。
7.所述包含在饮料中的益生菌可以是任何合适的益生菌。例如，所述益生菌可以是但不限于益生菌酵母、益生细菌或其组合。例如，所述益生菌可以包括但不限于乳杆菌(lactobacilli)、双歧杆菌(bifidobacteria)、酵母菌(saccharomyces yeast)或其组合。特别地，所述益生菌可以包括但不限于鼠李糖乳杆菌(lactobacillus(lb.)rhamnosus)、酿酒酵母(saccharomyces(s.)cerevisiae)、乳双歧杆菌(bifidobacterium(b.)lactis)或其组合。
8.所述饮料还可包含添加剂。所述添加剂可以是任何合适的添加剂。例如，所述添加剂可以是但不限于甜味剂、稳定剂、调味剂或其组合。
9.根据第二方面，本发明提供了制备包含活细胞计数为≥5.0log cfu/ml的益生菌的基于面包的饮料的方法，所述方法包括：
[0010]-将面包与水混合以形成混合物；
[0011]-向所述混合物中添加益生菌以形成接种的混合物；以及
[0012]-发酵所述接种的混合物以形成所述饮料。
[0013]
根据本发明的方法可以是零废料方法。
[0014]
根据特定方面，所述混合可以通过任何合适的方式进行。例如，所述混合可以包括使所述混合物均质化。
[0015]
所述混合物可包含适量的水和面包。特别地，所述混合物中面包的浓度可以是所
述混合物总固体含量的0.5-10.0重量％。
[0016]
包含在所述混合物中的面包可以是任何合适的面包。例如，所述面包可以具有合适的水分含量。根据特定方面，所述面包可以具有30-45重量％的水分含量。
[0017]
所述添加可以包括向所述混合物中添加任何合适的益生菌。例如，所述益生菌可以包含但不限于：益生菌酵母、益生细菌或其组合。特别地，所述益生菌可以包括但不限于：乳杆菌、双歧杆菌、酵母菌或其组合。甚至更特别地，益生菌可以包括：鼠李糖乳杆菌(lb.rhamnosus)、酿酒酵母(s.cerevisiae)、乳双歧杆菌(b.lactis)或其组合。
[0018]
所述添加可以包括添加适量的益生菌。根据一个特定方面，所述添加可包括添加益生菌以获得至少1log cfu/ml的初始益生菌活菌计数。
[0019]
所述发酵可以在任何合适的条件下进行。例如，所述发酵可以持续预定的时间。根据特定方面，所述预定时间可以是4-96小时。
[0020]
所述发酵可以在预定温度下进行。根据特定方面，预定温度可以是15-45℃。
[0021]
所述方法还可包括向所述混合物中加入添加剂。所述添加剂可以是任何合适的添加剂。例如，所述添加剂可以是但不限于甜味剂、稳定剂、调味剂或其组合。
[0022]
所述方法还可包括在添加益生菌之前对所述混合物进行热处理。所述热处理可以通过任何合适的方式进行。
[0023]
所述方法还可包括在所述热处理之后和添加益生菌之前冷却混合物。
附图说明
[0024]
为了可以充分理解本发明并容易地将本发明付诸实践，现在将仅通过非限制性的示例性实施例的方式来描述本发明，该描述参考所附说明性附图。
[0025]
在附图中：
[0026]
图1显示了在37℃在接种了单培养物和共培养物的面包浆料(2.5重量％总固体)中孵育期间，在面包浆料中繁殖的鼠李糖乳杆菌gg(图1(a))和酿酒酵母cncm i-3856(图1(b))的活细胞计数的变化。误差条表示独立实验的标准偏差(n＝3)。“*”表示在相同时间点内的显著差异(p《0.05)；
[0027]
图2显示了在37℃孵育期间，仅接种在面包浆料中繁殖的鼠李糖乳杆菌gg、仅接种在面包浆料中繁殖的酿酒酵母cncm i-3856、和接种在面包浆料中繁殖的鼠李糖乳杆菌gg 酿酒酵母cncm i-3856的面包浆料(2.5重量％总固体)中ph的变化。误差条表示独立实验的标准偏差(n＝3)；
[0028]
图3显示了在37℃在面包浆料中孵育期间，仅接种在面包浆料或肉汤中繁殖的鼠李糖乳杆菌gg(图3(a))以及接种在面包浆料或肉汤中繁殖的鼠李糖乳杆菌gg 酿酒酵母cncm i-3856(图3(b))的面包浆料(2.5重量％总固体)中活鼠李糖乳杆菌gg细胞计数的变化。误差条表示独立实验的标准偏差(n＝3)。小写字母表示在相同时间点内的显著差异(p《0.05)；
[0029]
图4显示了在37℃孵育期间，仅接种在面包浆料或肉汤中繁殖的酿酒酵母cncm i-3856(图4(a))以及接种在面包浆料或肉汤中繁殖的鼠李糖乳杆菌gg 酿酒酵母cncm i-3856(图4(b))的面包浆料(2.5重量％总固体)中活酿酒酵母cncm i-3856细胞计数的变化。误差条表示独立实验的标准偏差(n＝3)。小写字母表示在相同时间点内的显著差异(p《
i-3856细胞计数的变化。误差条表示独立实验的标准偏差(n＝3)。小写字母表示在相同时间点内的显著差异(p《0.05)。大写字母表示相同样品的不同时间点的显著差异(p《0.05)；
[0039]
图14显示了在37℃孵育期间，仅接种鼠李糖乳杆菌gg(图14(a))、仅接种酿酒酵母cncm i-3856(图14(b))以及接种鼠李糖乳杆菌gg 酿酒酵母cncm i-3856(图14(c))并由不含添加剂或含有3重量％甜味剂 0.001重量％稳定剂的5.0重量％总固体的强化白面包制成的面包浆料中ph的变化。误差条表示独立实验的标准偏差(n＝3)。小写字母表示在相同时间点内的显著差异(p《0.05)；
[0040]
图15显示了在5℃(图15(a))和30℃(图15(b))下储存期间，仅接种鼠李糖乳杆菌gg以及接种鼠李糖乳杆菌gg 酿酒酵母cncm i-3856，然后37℃孵育16小时的发酵面包饮料中活鼠李糖乳杆菌gg细胞计数的变化。误差条表示独立实验的标准偏差(n＝3)；
[0041]
图16显示了在5℃(图16(a))和30℃(图16(b))下储存期间，仅接种酿酒酵母cncm i-3856以及接种鼠李糖乳杆菌gg 酿酒酵母cncm i-3856，然后37℃孵育16小时的发酵面包饮料中活酿酒酵母cncm i-3856细胞计数的变化。误差条表示独立实验的标准偏差(n＝3)；
[0042]
图17显示了在5℃(图17(a))和30℃(图17(b))下储存期间，仅接种鼠李糖乳杆菌gg，仅接种酿酒酵母cncm i-3856以及接种鼠李糖乳杆菌gg 酿酒酵母cncm i-3856，然后37℃孵育16小时的ph的变化。误差条表示独立实验的标准偏差(n＝3)；
[0043]
图18显示了在5℃(图18(a))和30℃(图18(b))下储存期间，仅接种鼠李糖乳杆菌gg以及接种鼠李糖乳杆菌gg 酿酒酵母cncm i-3856，然后37℃孵育16小时的发酵面包饮料中活鼠李糖乳杆菌gg细胞计数的变化。误差条表示独立实验的标准偏差(n＝3)；
[0044]
图19显示了在5℃(图19(a))和30℃(图19(b))下储存期间，仅接种酿酒酵母cncm i-3856以及接种鼠李糖乳杆菌gg 酿酒酵母cncm i-3856，然后37℃孵育16小时的发酵面包饮料中活酿酒酵母cncm i-3856细胞计数的变化。误差条表示独立实验的标准偏差(n＝3)；
[0045]
图20显示了在5℃(图20(a))和30℃(图20(b))下储存期间，仅接种鼠李糖乳杆菌gg，仅接种酿酒酵母cncm i-3856以及接种鼠李糖乳杆菌gg 酿酒酵母cncm i-3856，然后37℃孵育16小时的ph的变化。误差条表示独立实验的标准偏差(n＝3)；
[0046]
图21显示了在5℃(图21(a))和30℃(图21(b))下储存期间，仅接种乳双歧杆菌bb-12以及接种乳双歧杆菌bb-12 酿酒酵母cncm i-3856，然后37℃孵育24小时的发酵面包饮料中活乳双歧杆菌bb-12细胞计数的变化。误差条表示独立实验的标准偏差(n＝3)；以及
[0047]
图22显示了在5℃(图22(a))和30℃(图22(b))下储存期间，接种乳双歧杆菌bb-12 酿酒酵母cncm i-3856，然后37℃孵育24小时的发酵面包饮料中活酿酒酵母cncm i-3856细胞计数的变化。误差条表示独立实验的标准偏差(n＝3)。
具体实施方式
[0048]
如上所述，需要一种防止食物浪费，特别是面包浪费的方法。本发明提供了一种使用废面包并形成功能性基于面包的饮料的方法。
[0049]
一般而言，本发明提供一种具有功能性的高附加值饮料。例如，根据本发明的饮料可以是益生菌、类生元和/或后生元。此外，该饮料可以是非乳制和素食友好型饮料。本发明的饮料还具有可选择非过滤和非巴氏消毒的优点。
[0050]
根据第一方面，本发明提供了包含益生菌的基于面包的饮料，其中所述益生菌的
活益生菌细胞计数为≥5.0log cfu/ml。本发明的饮料可以是发酵饮料。
[0051]
出于本发明的目的，术语益生菌可以包括益生菌、非活性益生菌(parabiotics)和后生元。特别地，益生菌可以包括活的微生物，其在以一定数量摄取时发挥超出固有的一般营养的健康益处。益生菌所带来的健康益处可能主要是由于它们能够在胃肠道中繁殖，有助于建立健康和平衡的肠道菌群。非活性益生菌(paraprobiotics)可以包括益生菌微生物的灭活细胞，其在充分消耗后通过几种途径提供健康益处，例如死益生菌细胞粘附到肠细胞、从死益生菌细胞的细胞壁提供化合物、以及死益生菌细胞释放代谢物。后生元可以包括由活细菌分泌或在细菌裂解后释放的可溶性代谢物或代谢副产物，当以足够量施用时，其通过生物活性提供健康益处。这类化合物的实例包括短链脂肪酸、酶、肽、磷壁酸、肽聚糖衍生的胞壁肽、多糖、细胞表面蛋白、维生素、缩醛磷脂和有机酸。
[0052]
所述饮料中可包含适量的益生菌。例如，所述益生菌可以具有≥5.0log cfu/ml的细胞计数。根据具体方面，所述益生菌可以具有≥6.0log cfu/ml的细胞计数。甚至更特别地，所述益生菌可以具有≥7.0log cfu/ml的细胞计数。
[0053]
特别地，包含在所述饮料中的益生菌可以具有5.0-10.0log cfu/ml、5.5-9.5log cfu/ml、6.0-9.0log cfu/ml、6.5-8.5log cfu/ml、7.0-8.0log cfu/ml的活细胞计数。甚至更特别地，包含在所述饮料中的益生菌可以具有约6.0-9.0log cfu/ml的活细胞计数。
[0054]
即使在储存6周后，饮料也可以是稳定的饮料。例如，即使在储存6周后，包含在所述饮料中的益生菌也可以具有≥5.0log cfu/ml的活益生菌细胞计数。因此，可以看出，即使在饮料制造后的一定时间后，饮料仍可赋予消费者健康益处。因此，所述饮料可具有合适的保质期。
[0055]
包含在所述饮料中的益生菌可以是任何合适的益生菌。例如，所述益生菌可以是但不限于益生菌酵母、益生细菌或其组合。根据特定方面，包含在所述饮料中的益生菌可以是至少一种类型的益生菌酵母。根据另一特定方面，包含在所述饮料中的益生菌可以是至少一种类型的益生细菌。根据另一特定方面，包含在饮料中的益生菌可以是至少一种类型的益生菌酵母和至少一种类型的益生细菌。例如，所述益生菌可以包括但不限于乳杆菌、双歧杆菌、酵母菌或其组合。特别地，所述益生菌可以包括但不限于鼠李糖乳杆菌(lb.rhamnosus)、酿酒酵母(s.cerevisiae)、乳双歧杆菌(b.lactis)或其组合。
[0056]
所述饮料还可包含添加剂。所述添加剂可以是任何合适的添加剂。所述添加剂可以是任何合适的添加剂，用于提供更成品的消费品、用于增强饮料的风味特征和/或用于增强饮料的感官特性。例如，所述添加剂可以是但不限于甜味剂、稳定剂、调味剂或其组合。
[0057]
所述饮料可以具有合适的醇含量。根据特定方面，所述饮料的醇含量可以是≤0.5体积％。根据另一特定方面，所述醇含量可以是≥0.5体积％。
[0058]
根据本发明的第二方面，提供了制备包含活细胞计数为≥5.0log cfu/ml的益生菌的基于面包的饮料的方法，所述方法包括：
[0059]-将面包与水混合以形成混合物；
[0060]-向所述混合物中添加益生菌以形成接种的混合物；以及
[0061]-发酵所述接种的混合物以形成所述饮料。
[0062]
该方法可以是用于形成根据上述第一方面的基于面包的饮料的方法。
[0063]
根据本发明的方法可以是零废料方法。换句话说，该方法不产生任何废料，并且在
制备基于面包的饮料中使用的废面包完全用于制作饮料。因此，本发明的方法克服了面包浪费的问题并减少了食物浪费，此外，形成了增值和功能性饮料。该方法也是简单的并且不涉及使用昂贵的溶剂，使得更容易按比例放大该方法。
[0064]
用于本发明目的面包可以是任何合适的面包。例如，所述面包可以包括面包废料。特别地，所述面包可以包括工业面包废料、家用面包废料或其组合。
[0065]
用于该方法并包含在饮料中的面包可具有合适的特性。例如，所述面包可以具有合适的水分含量。特别地，所述面包可以具有30-45％的水分含量。
[0066]
所述面包可以具有合适的碳水化合物含量。例如，该方法中使用的面包的碳水化合物含量可以是20-70g/100g面包。
[0067]
所述面包可具有合适的蛋白质含量。例如，该方法中使用的面包的蛋白质含量可以是5-10g/100g面包。
[0068]
所述混合可以包括混合适量的水和面包。所述混合可以包括将水和面包混合以形成面包浆料。可以加入任何合适量的面包以形成浆料。例如，基于所述混合物的总固体含量，所述面包的量可以是0.5-10.0重量％。特别地，基于所述混合物的总固体含量，加入的面包的量可以是1.0-8.0重量％、1.25-7.5重量％、1.5-7.0重量％、2.0-6.5重量％、2.5-6.0重量％、3.0-5.5重量％、3.5-5.0重量％、4.0-4.5重量％。
[0069]
根据特定方面，所述混合可以通过任何合适的方式进行。例如，所述混合可以包括将混合物均质化。均质化可以通过任何合适的方式进行，例如通过均质机。特别地，所述混合可以包括将混合物均质化以形成可饮用液体的均质化混合物。
[0070]
该方法还可包括向所述混合物中加入添加剂。所述添加剂可以是任何合适的添加剂。特别地，所述添加剂可以用于增强饮料的风味特征和/或用于增强饮料的感官特性。例如，所述添加剂可以是但不限于甜味剂、稳定剂、调味剂或其组合。
[0071]
根据一个特定方面，该方法还可包括在加入益生菌之前对混合物进行热处理。例如，所述热处理可包括对混合物进行温和的巴氏消毒或灭菌。所述热处理可以延长饮料的保质期，并且还可以降低在形成所述饮料的方法期间污染的风险。特别地，所述热处理可以在添加益生菌之前除去不需要的微生物。
[0072]
所述热处理可以在合适的条件下进行。例如，所述热处理可以在约50-150℃的温度下进行。特别地，所述温度可以是约80-140℃。甚至更特别地，所述温度可以是约121℃。
[0073]
所述热处理可以进行一段合适的时间。进行热处理的时间可取决于进行热处理的温度。例如，所述热处理可以持续3秒-60分钟。特别地，所述热处理可以持续约3秒-30分钟。甚至更特别地，所述热处理可以持续约15分钟。
[0074]
该方法可以进一步包括在添加益生菌之前冷却所述混合物，特别是如果所述混合物进行了如上所述的热处理。特别地，所述冷却可以包括将混合物冷却至室温，例如约25℃。
[0075]
所述添加益生菌可以包括向混合物中添加任何合适的益生菌。例如，所述益生菌可以包含但不限于：益生菌酵母、益生细菌或其组合。特别地，所述益生菌可以包含但不限于：乳杆菌、双歧杆菌、酵母菌或其组合。甚至更特别地，所述益生菌可以包含：鼠李糖乳杆菌(l.rhamnosus)、酿酒酵母(s.cerevisiae)、乳双歧杆菌(b.lactis)或其组合。
[0076]
根据特定方面，所述添加益生菌可以包括添加两种或更多种益生菌。两种或更多
种益生菌中的每一种可以是不同类型的益生菌。例如，所述添加益生菌可以包括添加鼠李糖乳杆菌、酿酒酵母、和/或乳双歧杆菌的组合。特别地，所述添加益生菌可以包括添加：鼠李糖乳杆菌gg和酿酒酵母cncm i-3856；或酿酒酵母cncm i-3856和乳双歧杆菌bb-12。
[0077]
所述两种或更多种益生菌可以同时或依次加入混合物中。根据一个特定方面，可依次加入所述两种或更多种益生菌。特别地，所述添加益生菌可以包括向所述混合物中添加第一益生菌，随后在添加所述第一益生菌之后的一段预定时间之后添加第二或随后的益生菌。
[0078]
根据特定方面，所述两种或更多种益生菌可以同时加入到混合物中。特别地，所述第一和第二或随后的益生菌都同时加入到混合物中。
[0079]
所述添加益生菌可以包括添加适量的益生菌。根据特定方面，添加益生菌可以包括添加益生菌以获得至少1log cfu/ml的初始益生菌活计数。例如，加入的益生菌的量可以是至少4log cfu/ml。特别地，加入的益生菌的量可以是约5-7log cfu/ml、5.5-6.5log cfu/ml、5.7-6log cfu/ml。甚至更特别地，加入的益生菌的量可以是4.5-6.5log cfu/ml。
[0080]
所述添加益生菌可以包括将益生菌与支持性非益生菌材料一起添加。所述非益生菌材料可以改善益生菌的生长和/或存活。所述非益生菌材料可以是但不限于酿酒酵母(s.cerevisiae)ec-1118、土星拟威尔酵母(williopsis saturnus)ncyc 22、解脂耶氏酵母(yarrowia lipolytica)或灭活酵母衍生物。
[0081]
所述添加益生菌可以在合适的条件下进行。例如，所述添加益生菌可以在无菌装置中。
[0082]
所述方法还可包括在添加益生菌之前在合适的温度下孵育所述混合物。特别地，所述温度可以是发酵发生时的温度。这样，所述益生菌可以在所述混合物中均匀生长。
[0083]
所述发酵可以在任何合适的条件下进行。例如，所述发酵可以持续预定的时间段。出于本发明的目的，所述预定时间段可以是任何合适的时间段。所述预定时间段可取决于所述添加益生菌中添加的益生菌。根据特定方面，所述预定时间段可以是4-96小时。特别地，所述预定时间段可以是4-72小时。例如，所述预定时间段可以是6-60小时、12-54小时、18-48小时、24-42小时、30-36小时。甚至更特别地，所述预定时间段可以是约16-24小时。
[0084]
所述发酵可以在预定温度下进行。出于本发明的目的，所述预定温度可以是任何合适的温度。根据特定方面，所述预定温度可以是15-45℃。特别地，所述预定温度可以是20-40℃、25-37℃、30-35℃。甚至更特别地，所述预定温度可以是约37℃。可以在发酵过程中的任何点改变所述温度。
[0085]
由本发明的方法形成的饮料可以具有≤0.5体积％的醇含量。然而，可以调节所形成的饮料的醇含量。因此，该方法可以进一步包括调节所述饮料的醇含量。特别地，该方法可以进一步包括增加所述饮料的醇含量。
[0086]
根据特定方面，所形成的基于面包的饮料可以在发酵后在合适的温度下储存。例如，所述饮料可以储存在≤30℃的温度下。特别地，所述饮料可以在约≤25℃的温度下储存。甚至更特别地，所述饮料可以在约1-5℃的温度下储存。
[0087]
现在已经大体地描述了本发明，通过参考以下实施例将更容易理解本发明，所述实施例是以说明的方式提供的，而不旨在是限制性的。
[0088]
实施例
[0089]
基于面包的饮料的生产
[0090]
来自gardenia(s)pte.ltd.的切片形式的面包(强化白面包(enriched white bread)、细粒全麦面包(fine grain wholemeal bread)、或高钙牛奶面包(hi calcium milk bread))切成小块并用冰山矿泉水(ice mountain mineral water，fraser and neave ltd.)加满至1.25、2.50或5.00重量％的总固体含量。使用具有乳化器筛网(emulsor screens)工作头的silverson l4rt混合器(silverson machines ltd,buckinghamshire,uk)以7000rpm将所述混合物均质化15分钟。将3重量％的来自taikoo sugar refinery的零卡路里甜味剂(赤藓糖醇-99.5重量％、甜菊醇糖苷、香草提取物)和0.001重量％的来自cp kelco的结冷胶加入所得浆料的一些样品中。在silverson l4rt混合器以3000rpm混合1分钟下加入甜味剂，然后以5000rpm进一步混合10分钟。然后将所述浆料在121℃下灭菌15分钟，然后冷却至环境温度。
[0091]
用益生菌菌株或益生菌酵母菌株或两者接种所制备的无菌面包浆料。在益生细菌和益生菌酵母作为共培养物接种到面包浆料中的情况下，两种菌株的接种同时或依次进行。实施例中使用的益生细菌是鼠李糖乳杆菌gg(lactobacillus rhamnosus gg)和乳双歧杆菌bb-12(bifidobacterium lactis bb-12)。使用的益生菌酵母是酿酒酵母(saccharomyces cerevisiae)cncm i-3856。然后将接种的面包浆料在50ml离心管(每管中40ml)中在37℃下孵育以进行发酵。
[0092]
发酵监测
[0093]
ph测量
[0094]
ph测量使用fiveeasyplus ph计(mettler toledo,giessen,德国)进行。
[0095]
微生物计数
[0096]
鼠李糖乳杆菌gg细胞计数使用补充0.5g/l natamax(danisco a/s,copenhagen,denmark)作为抗真菌剂的man、rogosa和sharpe琼脂(merck,darmstadt,德国)，通过倾注平板法测定。乳双歧杆菌bb-12细胞计数使用补充0.5g/l natamax(danisco a/s,copenhagen,denmark)作为抗真菌剂和0.5g/l用于除氧的l-半胱氨酸盐酸盐的man、rogosa和sharpe琼脂(merck,darmstadt,德国)，通过倾注平板法测定。酿酒酵母cncm i-3856细胞计数使用补充0.1g/l氯霉素(sigma-aldrich,st.louis,mo,usa)作为抗菌剂的马铃薯葡萄糖琼脂(oxoid ltd.,hampshire,uk)，通过涂布平板法测定。
[0097]
保质期监测
[0098]
对于选择的基于面包的发酵饮料，在5℃储存和30℃储存下进行每周保质期监测。通过每周ph测量和微生物计数来监测保质期样品。对于一些基于面包的发酵饮料组，进一步分析未发酵、发酵和保质期结束的发酵样品的糖、有机酸、游离氨基酸、挥发性有机化合物和乙醇含量的定量。
[0099]
糖和有机酸含量的定量
[0100]
使用高效液相色谱(shimadzu,kyoto,japan)分析并定量糖和有机酸。使用连接到蒸发光散射检测器(elsd-lt ii,shimadzu)的zorbax碳水化合物柱(150
×
4.6mm,agilent,santa clara,ca,usa)在30℃下分离糖。流动相为80体积％乙腈，等度流速为1ml/min。使用蒸发光散射检测器(elsd-lt ii,shimadzu)进行洗脱糖的检测。使用连接到设置在210nm下的spd-m20a光电二极管阵列检测器(shimadzu)的supelcogel c-610h柱(supelco,
bellefonte,pa,usa)在40℃下分离有机酸。流动相为0.1体积％h2so4，流速为0.4ml/min。
[0101]
游离氨基酸(faas)含量的定量
[0102]
使用aracus氨基酸分析仪(membrapure gmbh,berlin,germany)进行faa的分离。用茚三酮柱后衍生化分离的faa，并用led光度计在570nm和440nm下检测。
[0103]
挥发性有机化合物(vocs)的定量
[0104]
使用顶空固相微萃取气相色谱-质谱仪/火焰离子化检测器(hs-spme-gc-ms/fid)进行voc的鉴定和半定量。向样品(5g)中加入2g氯化钠(nacl)并在60℃下孵育20分钟，然后使用combi pal自动进样器(ctc analytics,zwingen,switzerland)在250rpm搅拌下在60℃下用85μm carboxen/聚二甲基硅氧烷(car/pdms)固相微萃取纤维(supelco,sigma-aldrich,barcelona,spain)进行hs-spme 30分钟。固相微萃取(spme)纤维在连接至agilent 5975c三轴ms和fid的agilent 7890a气相色谱仪的注射口中在250℃下热解吸3分钟。用db-ffap毛细管柱(60m长，0.25mm直径，0.25μm膜厚度，agilent)和氦气作为载气以1.2ml/min的流速分离voc。烘箱温度最初在50℃下保持5分钟，然后以5℃/min增加至230℃并保持30分钟。对于质谱仪(ms)分析，检测器以电子电离模式(70ev)操作，离子源温度维持在230℃。以2.78次扫描/秒对m/z 25-550进行全扫描模式的数据采集。voc的鉴定方法是将其质谱与(美国国家标准与技术研究院)nist 08和wiley 275数据库进行匹配，并将其线性保留指数(lri)与nist网络手册中汇编的文献数据进行比较。voc的lri值通过将它们的保留时间与用相同参数分析的c7-c40饱和烷烃标准品(sigma-aldrich)的保留时间相关联而得到。使用它们的火焰离子化检测器(fid)峰面积对voc进行半定量。
[0105]
乙醇含量的定量
[0106]
使用与密度计(dma
tm 4500m,anton-parr gmbh)连接的醇测量模块(alcolyzer me,anton-parr gmbh,graz,austria)定量乙醇含量。
[0107]
数据报告和统计分析
[0108]
所有报道的数据包括从三个独立实验(n＝3)获得的平均值和标准偏差。单因素方差分析(anova)和使用20.0(spss inc.chicago,il)的duncan多范围检验用于检验显著差异。
[0109]
实施例1-用面包浆料中繁殖的微生物(鼠李糖乳杆菌gg和/或酿酒酵母cncm i-3856)接种的基于面包的发酵饮料
[0110]
在由2.5重量％总面包固体制成的，用面包浆料中繁殖的微生物(鼠李糖乳杆菌gg和/或酿酒酵母cncm i-3856)接种的面包浆料中进行发酵。图1和2显示了细胞计数和ph结果。
[0111]
如图1(a)所示，对于单培养和共培养，鼠李糖乳杆菌gg细胞计数在37℃下在16小时内从5.4生长到7.7log cfu/ml。细胞计数在16至24小时内保持稳定，随后两种培养物在48小时时显著下降(p《0.05)。如图1(b)所示，对于益生菌酵母，用4.8log cfu/ml酿酒酵母cncm i-3856接种面包浆料。在37℃下培养期间，活酿酒酵母cncm i-3856细胞计数在单培养时达到峰值6.5log cfu/ml(20小时)，与鼠李糖乳杆菌gg共培养时达到峰值6.0log cfu/ml(16小时)。在72小时内，与共培养相比，单培养中的活酿酒酵母cncm i-3856细胞计数显著更高。
[0112]
如图2所示，在37℃下孵育16小时后，所有发酵面包浆料的ph从5.8的初始值下降，
并且对于酿酒酵母cncm i-3856单培养保持稳定在约5.2，对于鼠李糖乳杆菌gg单培养为3.4，以及对于共培养样品为3.5。
[0113]
实施例2-用在肉汤中繁殖的微生物(鼠李糖乳杆菌gg和/或酿酒酵母cncm i-3856)接种的基于面包的发酵饮料
[0114]
在由2.5重量％总面包固体制成的，用在肉汤中繁殖的微生物(鼠李糖乳杆菌gg和/或酿酒酵母cncm i-3856)接种的面包浆料中进行发酵。图3、4和5显示了细胞计数和ph结果，与在面包浆料中繁殖的微生物的发酵(实例1)相比。
[0115]
在单培养样品(如图3(a)中所示)和共培养样品(如图3(b)中所示)中观察到鼠李糖乳杆菌gg细胞计数的类似趋势。与用在面包浆料中繁殖的微生物(5.4log cfu/ml)接种的样品相比，用在肉汤中繁殖的微生物接种的面包浆料样品具有显著更高的初始鼠李糖乳杆菌gg细胞计数(6.6log cfu/ml)。然而，与在面包浆料中的生长相比，在肉汤中鼠李糖乳杆菌gg的生长显著降低。孵育24小时后，当在所有样品中观察到鼠李糖乳杆菌gg细胞计数峰值时，在具有在肉汤中繁殖的微生物的样品中，鼠李糖乳杆菌gg细胞计数为7.0log cfu/ml，而在具有在面包浆料中繁殖的微生物的样品中为7.5log cfu/ml。
[0116]
类似地，如图4所示，与用在面包浆料中繁殖的微生物接种的样品相比，用在肉汤中繁殖的微生物接种的面包浆料样品具有显著更高的初始酿酒酵母cncm i-3856细胞计数(5.3log cfu/ml与4.8log cfu/ml相比)。如图4(a)中所见，对于单培养样品，在培养24至72小时后，具有在肉汤中繁殖的微生物的样品和具有在面包浆料中繁殖的微生物的样品中酿酒酵母cncm i-3856细胞计数生长至约6.5log cfu/ml。如图4(b)中所见，对于共培养样品，与鼠李糖乳杆菌gg细胞计数相反，具有在肉汤中繁殖的微生物的样品中峰值酿酒酵母cncm i-3856细胞计数(24至48小时)明显高于具有在面包浆料中繁殖的微生物的样品(6.3log cfu/ml与6.0log cfu/ml)。
[0117]
图5显示用在面包浆料中繁殖的微生物接种的样品和用在肉汤中繁殖的微生物接种的样品的ph值在鼠李糖乳杆菌gg的单培养(图5(a))、酿酒酵母cncm i-3856的单培养(图5(b))、以及鼠李糖乳杆菌gg和酿酒酵母cncm i-3856的共培养(图5(c))中具有可比性，观察到一些轻微的显著差异，其中用在肉汤中繁殖的微生物接种的样品与其对应物相比具有稍低的ph。
[0118]
总之，虽然使用在面包浆料中繁殖的微生物进行发酵对于单培养而言增加了0.3log cfu/ml峰值酿酒酵母cncm i-3856细胞计数，但对于共培养而言其对峰值酿酒酵母cncm i-3856细胞计数没有影响。此外，其对于单培养和共培养而言降低了0.5log cfu/ml峰值鼠李糖乳杆菌gg细胞计数。
[0119]
使用在面包浆料中繁殖的微生物进行随后的发酵实例，这有利于鼠李糖乳杆菌gg细胞计数。
[0120]
实施例3-由不同面包浓度制备的基于面包的发酵饮料
[0121]
在具有不同初始面包浓度(即1.25重量％、2.5重量％和5.0重量％总固体)的用微生物(鼠李糖乳杆菌gg和/或酿酒酵母cncm i-3856)接种的基于面包的发酵饮料之间进行细胞计数和ph的比较。图6、7和8显示了比较结果。
[0122]
如图6所示，对于鼠李糖乳杆菌gg，所有面包浆料接种5.7log cfu/ml的鼠李糖乳杆菌gg。16小时后，鼠李糖乳杆菌gg细胞计数在其峰值处，在不同面包浓度之间观察到显著
差异。细胞生长的程度随着面包含量的增加而显著增加。图6(a)显示，对于单培养样品，在1.25重量％、2.5重量％和5.0重量％初始固体面包含量的样品中的峰值鼠李糖乳杆菌gg细胞计数(孵育16小时)分别为7.5、7.8和8.2log cfu/ml。图6(b)显示，对于共培养样品，在1.25重量％、2.5重量％和5.0重量％初始固体面包含量的样品中的峰值鼠李糖乳杆菌gg细胞计数(孵育16小时)分别为7.6、7.8和8.2log cfu/ml。
[0123]
图7显示了酿酒酵母cncm i-3856的类似趋势。所有样品接种4.7log cfu/ml的酿酒酵母cncm i-3856。图7(a)显示，对于单培养，在1.25重量％、2.5重量％和5.0重量％初始固体面包含量的样品中的峰值酿酒酵母cncm i-3856细胞计数(孵育16小时)分别为6.2、6.4和6.8log cfu/ml。图7(b)显示，对于共培养，在1.25重量％、2.5重量％、5.0重量％初始固体面包含量的样品中的峰值酿酒酵母cncm i-3856细胞计数(孵育16小时)分别为5.9、6.1和6.3log cfu/ml。还观察到，与共培养样品相比，在单培养样品中获得了更高的活酿酒酵母cncm i-3856细胞计数。
[0124]
图8显示，不同初始面包含量的样品中的ph变化在鼠李糖乳杆菌gg的单培养(图8(a))、酿酒酵母cncm i-3856的单培养(图8(b))、以及鼠李糖乳杆菌gg和酿酒酵母cncm i-3856的共培养(图8(c))中具有可比性。在一些情况下，样品中ph下降的程度随着初始面包含量的增加而略微增加。
[0125]
总之，更高的面包浓度导致微生物更好的生长和更高的峰值细胞计数，正如预期的，这是由于提供给微生物更高的营养物。在所研究的面包浓度中，在5.0重量％初始总面包固体的面包浆料中的发酵产生鼠李糖乳杆菌gg和酿酒酵母cncm i-3856的最高活细胞计数。因此，在随后的发酵实例中使用5.0重量％初始总面包固体。
[0126]
实施例4-来自鼠李糖乳杆菌gg和酿酒酵母cncm i-3856连续发酵的基于面包的发酵饮料
[0127]
在酿酒酵母cncm i-3856接种和孵育后24小时，将鼠李糖乳杆菌gg接种到面包浆料中，进行连续发酵，使酿酒酵母cncm i-3856在与鼠李糖乳杆菌gg竞争之前有时间在培养基中生长。表1显示了连续接种的峰值细胞计数的结果，以及单培养和共培养的峰值细胞计数的先前结果。
[0128][0129][0130]
表1：采用不同接种方法的发酵样品中的峰值活细胞计数。
[0131]
结果报告为独立实验的平均值和标准偏差(n＝3)。同一行中具有不同小写字母的平均值显著不同(p《0.05)。
[0132]
由表1所示，从连续发酵获得的峰值酿酒酵母cncm i-3856细胞计数为6.70log cfu/ml，其与单培养发酵基本相同，并比同时接种的共培养高出0.38log cfu/ml。然而，连续发酵时峰值鼠李糖乳杆菌gg细胞计数大大降低，为7.12log cfu/ml，而同时共培养发酵时为8.19log cfu/ml(低1.07log cfu/ml)。
[0133]
与同时接种相比，从连续发酵获得的较低峰值鼠李糖乳杆菌gg细胞计数可归因于鼠李糖乳杆菌gg在已经富含酿酒酵母cncm i-3856细胞的培养基中竞争和繁殖的能力降低。另外，与酵母孵育24小时后，面包浆料中的营养物可能已经耗尽，不再有更多的营养物支持后来接种的鼠李糖乳杆菌gg。
[0134]
总体而言，由于鼠李糖乳杆菌gg细胞计数的降低大于活酿酒酵母cncm i-3856细胞计数的增加，因此没有进一步探索连续发酵。
[0135]
实施例5-在各种面包类型上发酵的可行性
[0136]
研究了在各种面包类型上的发酵可行性。在由5.0重量％总固体的强化白面包、细粒全麦面包和高钙牛奶面包(gardenia)制成的样品之间进行比较。面包变体的营养信息见表2。
[0137]
鼠李糖乳杆菌gg和酿酒酵母cncm i-3856发酵的细胞计数和ph结果如图9、10和11所示。
[0138]
对于鼠李糖乳杆菌gg发酵样品，所有面包浆料都接种了6.2log cfu/ml的鼠李糖乳杆菌gg。如图9(a)所示，对于单培养，在37℃下孵育16小时后，由强化白面包、细粒全麦面包和高钙牛奶面包制成的样品的鼠李糖乳杆菌gg细胞计数分别增加至8.3、8.3和8.5log cfu/ml。如图9(b)所示，对于共培养，在37℃下16小时后，由强化白面包、细粒全麦面包和高钙牛奶面包制成的样品的鼠李糖乳杆菌gg细胞计数分别增加至8.2、8.2和8.3log cfu/ml。总的来说，16小时后细粒全麦面包样品中的鼠李糖乳杆菌gg生长与强化白面包样品相当。另一方面，16小时后高钙牛奶面包样品中的鼠李糖乳杆菌gg生长在统计学上显著高于其他两种面包类型，这可能是由于叶黄素和钙的存在。
[0139][0140][0141]
表2：所用面包变体的营养信息。改编自面包条(gardenia)的包装。
[0142]
n/a＝不可用(包装上未声明数值)
[0143]
对于酵母发酵样品，所有面包浆料都接种了4.9log cfu/ml的酿酒酵母cncm i-3856。如图10(a)所示，对于单培养，在16小时后，由强化白面包、细粒全麦面包和高钙牛奶面包制成的样品的酿酒酵母cncm i-3856细胞计数分别增加至6.7、6.5和6.9log cfu/ml。如图10(b)所示，对于共培养，在16小时后，由强化白面包、细粒全麦面包和高钙牛奶面包制成的样品的酿酒酵母cncm i-3856细胞计数分别增加至6.3、6.3和6.5log cfu/ml。对于单培养，细粒全麦面包样品中的酿酒酵母cncm i-3856细胞的生长明显低于强化白面包样品。对于单培养和共培养，高钙牛奶面包样品中的酿酒酵母cncm i-3856细胞生长在统计学上显著高于其他两种面包类型，这可能是由于叶黄素和钙的存在。
[0144]
图11显示了在鼠李糖乳杆菌gg的单培养物(图11(a))、酿酒酵母cncm i-3856的单
培养物(图11(b))以及鼠李糖乳杆菌gg和酿酒酵母cncm i-3856的共培养物(图11(c))中由不同面包变体制成的样品的ph变化的轻微变化。
[0145]
总之，显示在各种类型的面包上生产益生菌面包饮料是可行的，因为它依赖于面包为微生物发酵提供营养物的相同机制。由于不同面包基质的轻微差异，因此从不同类型的面包制备的基于发酵面包的饮料中观察到细胞计数和ph的轻微差异。
[0146]
实施例6-添加甜味剂和稳定剂
[0147]
因为添加剂如甜味剂和稳定剂的使用对于增强最终饮料产品的感官特性是重要的，所以研究了甜味剂和稳定剂添加对样品发酵的影响。使用的甜味剂来自taikoo sugar refinery(赤藓糖醇-99.5重量％、甜菊醇糖苷、香草提取物)。使用的稳定剂是来自cp kelco的结冷胶。图12、13和14显示了与不使用添加剂时获得的结果相比的细胞计数和ph结果。
[0148]
如图12和13所示，在含有和不含添加剂的样品之间观察到鼠李糖乳杆菌gg和酿酒酵母cncm i-3856细胞计数没有差异。在37℃下孵育16小时后，观察到所有样品的峰值细胞计数。对于补充有添加剂的样品，单培养物(图12(a))样品的峰值鼠李糖乳杆菌gg细胞计数为8.4log cfu/ml，共培养(图12(b))样品为8.1log cfu/ml。对于补充有添加剂的样品，单培养(图13(a))样品的峰值酿酒酵母cncm i-3856细胞计数为6.7log cfu/ml，共培养(图13(b))样品为6.4log cfu/ml。
[0149]
如图14所示，在含有和不含添加剂的样品之间，在鼠李糖乳杆菌gg的单培养(图14(a))、酿酒酵母cncm i-3856的单培养(图14(b))以及鼠李糖乳杆菌gg和酿酒酵母cncm i-3856的共培养(图14(c))中没有观察到ph差异。
[0150]
总之，正如预期的那样，添加3重量％taikoo甜味剂和0.001重量％结冷胶在所研究的时间内没有影响样品的活细胞计数和ph，因为所述添加剂是不可发酵的。此外，进行了定性观察，添加3重量％taikoo甜味剂增强了样品的味道，尤其是具有高酸度的用鼠李糖乳杆菌gg(单培养和共培养)发酵的样品。此外，添加0.001重量％结冷胶延迟样品沉降至少1周。
[0151]
实施例7-保质期研究(6周，使用鼠李糖乳杆菌gg和/或酿酒酵母cncm i-3856发酵的基于面包的饮料)
[0152]
用5.00重量％固体gardenia强化白面包制成并添加3重量％taikoo甜味剂和0.001重量％结冷胶的基于面包的发酵饮料在5℃和30℃储存下进行6周的保质期监测。样品用鼠李糖乳杆菌gg单培养物、酿酒酵母cncm i-3856单培养物或上述两种菌株的共培养物接种，并在37℃孵育16小时，然后转移储存。
[0153]
(a)活细胞计数和ph
[0154]
图15、16和17显示每周细胞计数和ph结果。
[0155]
如图15所示，在保质期开始时，活鼠李糖乳杆菌gg细胞计数在单培养样品中为8.6cfu/ml，在共培养样品中为8.4cfu/ml。在5℃储存(图15(a))，对于单培养和共培养样品，在储存1周后观察到鼠李糖乳杆菌gg细胞计数显著减少。随后，继续观察到鼠李糖乳杆菌gg细胞计数的下降，与共培养样品相比，单培养的下降幅度更大。在第2周开始观察到单培养和共培养样品之间鼠李糖乳杆菌gg细胞计数的显著差异，与单培养样品相比，共培养
样品中鼠李糖乳杆菌gg细胞计数高出0.4log cfu/ml。在监测期结束时(第6周)，共培养样品含有7.2log cfu/ml的鼠李糖乳杆菌gg，比单培养样品(6.2cfu/ml)高出1.0log cfu/ml。在30℃储存(图15(b))，对于单培养和共培养样品，在储存1周后观察到鼠李糖乳杆菌gg细胞计数的显著且急剧下降。随后，对于共培养样品，鼠李糖乳杆菌gg细胞计数保持相对稳定，而对于单培养样品，则逐渐下降。在第5周开始观察到单培养和共培养样品之间鼠李糖乳杆菌gg细胞计数的显著差异。在监测期结束时(第6周)，共培养样品含有6.9log cfu/ml的鼠李糖乳杆菌gg，比单培养样品(6.3cfu/ml)高出0.6log cfu/ml。
[0156]
关于酵母细胞计数，如图16所示，在保质期开始时，活酿酒酵母cncm i-3856细胞计数在单培养样品中为6.7cfu/ml，在共培养样品中为6.3cfu/ml。在5℃储存(图16(a))，对于单培养样品，酵母细胞计数保持相对稳定。相反，从第3周开始，在共培养样品中观察到酵母细胞计数逐渐减少。在监测期结束时(第6周)，共培养样品含有5.7log cfu/ml的酿酒酵母cncm i-3856，比单培养样品(6.7cfu/ml)低1.0log cfu/ml。在30℃储存(图16(b))，类似于5℃储存，对于单培养样品，酵母细胞计数保持相对稳定。相反，在第3周时在共培养样品中观察到酵母细胞计数急剧减少，随后逐渐减少。在监测期结束时(第6周)，共培养样品含有5.4log cfu/ml的酿酒酵母cncm i-3856，比单培养样品(6.6cfu/ml)低1.2log cfu/ml。
[0157]
如图17所示，保质期样品的ph值在5℃(图17(a))和30℃(图17
[0158]
(b))的整个储存过程中保持相对稳定。鼠李糖乳杆菌gg单培养样品的ph值为约3.4，酿酒酵母cncm i-3856单培养样品为5.5，共培养样品为3.6。在储存过程中，样品中没有发生后酸化。
[0159]
总体而言，在所有样品中都观察到了保质期内细胞计数的减少。对于鼠李糖乳杆菌gg，在与酿酒酵母cncm i-3856的共培养中获得了更好的生存力，这有助于在5℃和30℃下储存6周后将鼠李糖乳杆菌gg细胞计数保持在7log cfu/ml。这可能是由于酵母细胞提供的保护和增强作用。在5℃和30℃下储存6周后，单培养中的鼠李糖乳杆菌gg细胞计数低于7log cfu/ml。对于酿酒酵母cncm i-3856，在两种储存温度下，单培养中的细胞计数都相对稳定在6.7log cfu/ml。对于共培养，在两种储存温度下均观察到6周后降低至低于6log cfu/ml。
[0160]
(b)糖和有机酸的定量
[0161]
糖和有机酸定量的结果示于表3中。根据表3，未发酵的面包浆料含有果糖、葡萄糖和麦芽糖。
[0162]
对于酿酒酵母cncm i-3856发酵样品，在37℃发酵16小时后，麦芽糖和葡萄糖完全用于酵母发酵样品作为能源。果糖在发酵过程中被部分利用并在保质期结束时被完全消耗。值得注意的是，即使所有麦芽糖在发酵16小时后都被酵母利用，但在5℃下储存6周后，在酿酒酵母cncm i-3856单培养样品中检测到麦芽糖。该观察结果可能是由与麦芽糖在相同保留时间洗脱的其他化合物引起的。
[0163]
对于仅鼠李糖乳杆菌gg发酵样品，在37℃下发酵16小时后，葡萄糖耗尽，果糖被部分利用，而麦芽糖未被利用。在30℃的储存温度下，在第6周观察到麦芽糖和果糖的完全利用。
[0164]
对于有机酸，在未发酵的面包浆料中鉴定出草酸、苹果酸、乙酸、富马酸和丙酸。在整个发酵和保质期内，没有观察到草酸和丙酸含量的变化。苹果酸被鼠李糖乳杆菌gg和酵
母利用。富马酸被鼠李糖乳杆菌gg利用。鼠李糖乳杆菌gg还通过糖酵解和磷酸酮醇酶途径产生乳酸和乙酸，导致鼠李糖乳杆菌gg发酵样品的低ph。在样品储存期间，单培养样品中的乳酸和单培养和共培养样品中的乙酸略微增加。然而，如图17所示，该增加不伴随样品ph的显著降低。在酵母单培养样品中也观察到乙酸的增加，可能作为酒精发酵的副产物。在酵母发酵样品的保质期监测过程中没有观察到后酸化，即使乙酸含量略有增加。
[0165][0166]
表3：保质期开始和结束时未发酵和发酵面包浆料中的糖和有机酸含量。
[0167]
结果报告为独立实验的平均值和标准偏差(n＝3)。同一行中具有不同小写字母的平均值显著不同(p《0.05)。
[0168]
nd＝未检测到。
[0169]
(c)游离氨基酸(faas)的定量
[0170]
游离氨基酸定量的结果示于表4中。表4中的结果报告为独立实验的平均值和标准偏差(n＝3)。同一行中具有不同小写字母的平均值显著不同(p《0.05)。
[0171]
如表4所示，观察到鼠李糖乳杆菌gg发酵样品中的总faa含量增加，因为乳酸菌可以进行蛋白水解以产生作为其营养来源所需的氨基酸。值得注意的是，在鼠李糖乳杆菌gg发酵样品的保质期内，γ-氨基丁酸(gaba)含量增加到高于未发酵样品的水平，这可能会带来营养益处。此外，在30℃储存的鼠李糖乳杆菌gg发酵样品中也观察到氨含量的增加，这可能是鼠李糖乳杆菌gg响应于酸性胁迫产生的，因为氨是弱碱性的。与鼠李糖乳杆菌gg发酵样品相反，发酵后在酵母单培养样品中观察到faas含量的降低，因为酵母利用氨基酸作为氮源用于生物质生产。在30℃储存的样品中faas含量略有增加，这可能是由于在胁迫条件
下酵母自溶释放faas、氨基酸从头生物合成或通过酵母蛋白酶和肽酶从蛋白质中释放氨基酸。
[0172]
(d)挥发性有机化合物(voc)的定量
[0173]
vocs分析的结果示于表5中。结果报告为独立实验的平均值和标准偏差(n＝3)。“lri”列是指在db-ffap色谱柱上测定的实验线性保留指数，相对于c10-c40烷烃标准。小写字母表示同一行(用相同培养物发酵的样品和未发酵的面包浆料)中的显著差异(p《0.05)。
[0174][0175][0176]
缩写：nd＝未检测到
[0177]
表4：保质期开始和结束时未发酵和发酵面包浆料中的faa含量。
[0178]
[0179]
[0180][0181]
缩写：nd＝未检测到
[0182]
表5：保质期开始和结束时未发酵和发酵面包浆料中选定的挥发性有机化合物(vocs)。
[0183]
关于vocs(表5)，对于酸，fid峰面积表明发酵和保质期中乙酸的增加，其对应于高效液相色谱(hplc)分析(表3)。在发酵和保质期内也观察到丙酸的增加。这在hplc分析中没有观察到，其表明丙酸含量没有变化。所观察到的丙酸gc/fid峰面积的增加可能是由代表其他化合物的峰的共洗脱引起的。观察到鼠李糖乳杆菌gg产生丁酸，这在hplc分析中没有检测到，这可能是因为样品中丁酸的浓度低于hplc分析的检测限。
[0184]
对于醇，在未发酵的面包浆料中检测到内源性乙醇，可能是来自面包制作的残余乙醇。在酵母发酵的样品中观察到显著的乙醇产生。还观察到仅酵母发酵样品产生ehrlich途径的醇，例如异丁醇和2-苯乙醇。另一方面，观察到鼠李糖乳杆菌gg(单培养和共培养)比仅酵母发酵样品产生更多的酮和醛。
[0185]
(e)乙醇含量的定量
[0186]
乙醇含量的定量结果示于表6中。
[0187][0188][0189]
表6：保质期开始和结束时未发酵和发酵面包浆料中的乙醇含量。
[0190]
结果报告为独立实验的平均值和标准偏差(n＝3)。同一行中具有不同小写字母的平均值显著不同(p《0.05)。
“‑”
表示未收集数据。
[0191]
根据表6，在酵母发酵样品中观察到乙醇的产生。然而，所有样品可以被认为是非酒精性的，乙醇含量小于0.5％。然而，通过添加糖可以容易地调节基于面包的酵母发酵饮料的乙醇含量。
[0192]
实施例8-保质期研究(13周，使用鼠李糖乳杆菌gg和/或酿酒酵母cncm i-3856发酵的基于面包的饮料)
[0193]
在此实例中，用5.00重量％固体gardenia强化白面包制成的基于面包的发酵饮料
在5℃和30℃储存下进行13周的保质期监测。样品用鼠李糖乳杆菌gg单培养物、酿酒酵母cncm i-3856单培养物或上述两种菌株的共培养物接种，并在37℃孵育16小时，然后转移储存。
[0194]
图18、19和20显示每周细胞计数和ph结果。
[0195]
如图18所示，在保质期开始时，活鼠李糖乳杆菌gg细胞计数在单培养样品和共培养样品中为8.9cfu/ml。如图18(a)所示，在5℃储存，单培养和共培养样品在储存期间鼠李糖乳杆菌gg细胞计数显著减少。在监测期结束时(第13周)，共培养样品含有7.1log cfu/ml的鼠李糖乳杆菌gg，其比单培养样品(6.4cfu/ml)高出0.7log cfu/ml。如图18(b)所示，在30℃储存，与5℃储存相比，鼠李糖乳杆菌gg细胞计数在储存期间的下降程度更大。在监测期结束时(第13周)，共培养样品含有6.3log cfu/ml的鼠李糖乳杆菌gg，比单培养样品(4.9cfu/ml)高出1.4log cfu/ml。
[0196]
关于酵母细胞计数，图19显示在保质期开始时，单培养样品中的活酿酒酵母cncm i-3856细胞计数为7.0cfu/ml，共培养样品中为6.7cfu/ml。如图19(a)所示，在5℃储存，单培养样品中的酵母细胞计数保持相对稳定。相反，在共培养样品中观察到酵母细胞计数逐渐减少。在监测期结束时(第13周)，共培养样品含有6.1log cfu/ml的酿酒酵母cncm i-3856，比单培养样品(6.8cfu/ml)低0.7log cfu/ml。如图19(b)所示，在30℃储存，单培养样品和共培养样品中的酵母细胞计数都减少。在监测期结束时(第13周)，共培养样品含有5.6log cfu/ml的酿酒酵母cncm i-3856，比单培养样品(6.1cfu/ml)低0.5log cfu/ml。
[0197]
如图20所示，保质期样品的ph值在5℃(图20(a))和30℃(图20(b))的整个储存过程中保持相对稳定。鼠李糖乳杆菌gg单培养样品的ph值为约3.4，酿酒酵母cncm i-3856单培养样品为5.2，共培养样品为3.9。在储存过程中，样品中没有发生后酸化。
[0198]
总体而言，在整个储存期间对细胞计数的观察显示出与实施例7相似的趋势。在所有样品中都观察到了保质期内细胞计数的减少。在13周结束时，样品中的益生菌细胞计数低于6周结束时。对于鼠李糖乳杆菌gg，在5℃和30℃下储存与酿酒酵母cncm i-3856共培养获得了更好的生存力。共培养样品中7log cfu/ml的鼠李糖乳杆菌gg细胞计数在5℃下保持至少13周，在30℃下保持最多10周。对于酿酒酵母cncm i-3856，与共培养相比，在单培养中获得了更好的生存力，这可能是由于共培养样品中较低的ph值会对酿酒酵母cncm i-3856细胞造成损害。
[0199]
实施例9-保质期研究(12周，使用乳双歧杆菌bb-12并使用或不使用酿酒酵母cncm i-3856发酵的基于面包的饮料)
[0200]
用5.00重量％固体gardenia强化白面包制成的基于面包的发酵饮料在5℃和30℃储存下进行12周的保质期监测。样品用乳双歧杆菌bb-12单培养物、或乳双歧杆菌bb-12和酿酒酵母cncm i-3856的共培养物接种，并在37℃孵育24小时，然后转移储存。
[0201]
图21和22显示每周细胞计数。
[0202]
如图21所示，在保质期开始时，单培养样品中的活乳双歧杆菌bb-12细胞计数为9.5cfu/ml，共培养样品中为9.4cfu/ml。如图21(a)所示，在5℃储存，在储存期间观察到单培养和共培养样品中乳双歧杆菌bb-12细胞计数逐渐减少。在监测期结束时(第12周)，共培养样品含有7.8log cfu/ml的乳双歧杆菌bb-12，比单培养样品(5.9cfu/ml)高出1.9log cfu/ml。如图21(b)所示，在30℃储存，与5℃储存相比，在储存期间观察到乳双歧杆菌bb-12
细胞计数更急剧下降。在30℃储存，共培养样品11周后和单培养样品2周后均未检测到活bb-12细胞计数。
[0203]
关于酵母细胞计数，图22显示在保质期开始时，共培养样品中的活酿酒酵母cncm i-3856细胞计数为6.8cfu/ml。如图22(a)所示，在5℃储存，酵母细胞计数保持相对稳定。在监测期结束时(第12周)，共培养样品含有6.6log cfu/ml的酿酒酵母cncm i-3856。如图22(b)所示，在30℃储存，观察到酵母细胞的稳定性低于5℃储存。在监测期结束时(第12周)，共培养样品含有6.2log cfu/ml的酿酒酵母cncm i-3856。
[0204]
保质期样品的ph值在整个储存过程中保持相对稳定，乳双歧杆菌bb-12单培养样品为约4.1，共培养样品为4.5。
[0205]
总体而言，与鼠李糖乳杆菌gg相比，菌株乳双歧杆菌bb-12在30℃储存时不太稳定，但在5℃储存时仍观察到良好的稳定性。与鼠李糖乳杆菌gg相似，菌株乳双歧杆菌bb-12在与酿酒酵母cncm i-3856的共培养中也表现出更好的生存力。在与酿酒酵母cncm i-3856共培养中，在5℃储存下，超过7cfu/ml的活乳双歧杆菌bb-12细胞计数可保持至少12周。
[0206]
虽然前面的描述已经描述了示例性实施例，但是相关技术领域的技术人员应当理解，在不脱离本发明的情况下可以进行许多变化。